关键词：
在肠管腔内面覆盖有一层上皮细胞，直接与外界接触，其粘膜面积在机体中是最大的，平常在肠管中存在着许多来源于常驻微生物和食物的抗原，特别是肠管粘膜还经常受到病原微生物和寄生虫的侵袭。因此，可以造成分泌型IgA的B细胞首先在肠管中聚集，从而形成肠管相关淋巴组织(gut associated lymphocytic tissue, GALT)。其中小肠绒毛上皮细胞之间存在有许多淋巴细胞IEL (intestinal intraepithelial Lymphocyte)，而这些淋巴细胞95%是T细胞，在小鼠肠管切片标本，每10个上皮细胞中，就有2～4个IEL存在，初步计算可达到3～7×107 个，与脾脏、胸腺、淋巴结等分布的T细胞总数相近。TCR αβ+IEL与TCR γδ+IEL同时存在，但是γδ+IEL的数量偏多，还可显示机体其他部位的T细胞所见不到的T细胞标记(如由αα同型二聚体(homodimer))组成的CD8 分子。IEL是来源于骨髓的造血干细胞，到达肠管上皮细胞间后进行TCR的基因重排(rearrangement)，继而引起TCR以及引起各种T细胞表面分子的表达。大部分IEL不通过胸腺，而直接在小肠上皮细胞间进行发育分化，形成各种亚型，此后便停留在肠管局部，到目前为止，还未获得有关IEL在机体其它部位进行再循环的证据。
位于与各种食物、微生物抗原密切接触部位的IEL，在机体防御中有着重要作用。但是，其生理作用，发育分化机制还不十分清楚。本文就有关胸腺外分化发育IEL的特性、生理机制及分离方法，进行简单复习。
一、IEL的分化发育
(一) IEL在肠管上皮细胞间发育分化的依据：T细胞可分为带有αβ型TCR的αβ T细胞与带有γδ型TCR的γδ T细胞。近年来有关αβ T细胞的分化发育及在细胞免疫中的作用进一步得到了阐明，而对γδ T细胞的发育分化以及它的亚型，抗原识别机构，包括TCR所有组成成份(repertoire)的选择以及在机体内的生理功能等研究，远远落后于αβ T细胞，在人、大鼠、小鼠的IEL中存在有γδ-IEL的全部及αβ-IEL的一部分，其发育分化与胸腺无关，是在肠管上皮细胞间进行的。
1. 无胸腺小鼠(裸鼠)的末梢血内和淋巴结内，T细胞明显减少，但在小肠上皮细胞间却存在有与正常小鼠完全一致的γδ-IEL，同时也发现有相当于正常小鼠50%的αβ-IEL[1～4] 。
2. 在对小鼠施行胸腺摘除后，用致死量的X线照射，而后将胎鼠肝脏或骨髓细胞移入，在受体小鼠的小肠上皮细胞间，很快便发现来自于给体小鼠的IEL[3，5] 。
3. 在小鼠胎生期的第11天，即在胸腺T细胞出现之前，在胎鼠的肝脏与小肠Ⅴγ7遗传基因的再构成就已发生[6] 。
4. TCR、Ig遗传基因的再构成与RAG-1、RAG-2即重组活化基因(recombination activation gene,RAG)有着密切关系，胸腺外发育分化的T细胞IEL也检测出了RAG-1 mRNA[4] 。
5. 由于β2 微小球蛋白缺失小鼠(β2 microglolin deficient mouse)的MHC I类分子的表达受到障碍，胸腺，末梢淋巴组织中的CD+ 8 T细胞也显著减少，Correa等[7] 对β2 微小球蛋白缺失小鼠的IEL进行了调查，发现此小鼠的CD+ 8 γβ-IEL的分布是正常的，未发现总数减少的现象。
6. 胸腺、末梢淋巴组织中存在的CD+ 8 T细胞的CD8 分子是由Lyt-2(α)与Lyt-3(β)异型二聚体(heterodimers)组成的。与之相反，CD+ 8 IEL的CD8 分子由αα同型二聚体组成的，此外，已发现在IEL中存在有CD+ 4 CD+ 8 αα、DP αβ-IEL，而这些在淋巴细胞仅存在于胸腺外[6，8] 。也就是说IEL持有胸腺依赖型T细胞不具备的T细胞标记，支持IEL具有独特的发育分化途径的学说。
(二) IEL的亚型：IEL中的70%～80%是CD- 4 CD+ 8 细胞，此外还存在有CD+ 4 CD- 8 、CD+ 4 CD+ 8 、CD- 4 CD- 8 细胞，CD+ 4 CD- 8 及CD+ 4 CD+ 8 双阳性(double positive，DP)IEL均为αβT细胞，CD- 4 CD- 8 双阴性(double negative，DN)IEL均为γδ T细胞，所有哺乳动物的IEL中，γδ T淋巴细胞占多数，在小鼠的IEL中，αβ-IEL和γδ-IEL的构成比是1∶1，而存在于人体中的γδ-IEL仅为10%，其余90%均为αβ-IEL，根据动物种属的不同，IEL的构成具有一定的个体差异性[4] 。
(三) IEL的T细胞受体(TCR)：αβ-IEL的α链、β链的Ⅴ遗传基因的使用频度与分布于末梢淋巴组织内的αβ T细胞相比较无显著差异。利用流式细胞仪对小鼠γδ-IEL的γ-chain Ⅴ遗传基因的使用频度进行了调查，尽管根据鼠种的不同，具有一定的个体差异性，但基本明确了γδ-IEL的70%是Ⅴγ7、25%是Ⅴγ1、5%是Ⅴγ4。δ chain的Ⅴ遗传基因主要使用的Ⅴδ4～Ⅴδ7，但是到目前为止这些遗传基因的利用频度与γδ-IEL的发育分化及机制具有怎样的联系，还不十分清楚。但是有人报告，感染时可出现使用以咆定Ⅴ遗传基因的γδ-IEL的聚集。根据最近的研究报告，一种叫做Eimera的寄生虫感染后，Ⅴγ1阳性γδ-IEL显著增加，随着疾病的发展，可引起γδ-IEL总数及Subset的变化。在炎性肠道疾病(Celiac disease)的患者，随着肠组织疾病的发展，γδ-IEL的总数和组成成份(Repertoire)也发生相应的变化。
二、IEL的功能
(一) 细胞毒功能：IEL的大部分是CD+ 8 T细胞，细胞质内含有颗粒，其形态类似大颗粒淋巴细胞(Large Granular Lymphocyte, LGL)，然而却具有杀伤T细胞的细胞毒作用，IEL可通过这种细胞毒作用攻击排除，在肠管内因受各种各样的抗原，微生物刺激而产生变性的细胞(上皮细胞)。到目前为止，IEL的细胞毒作用已被许多学者证实，为了探索支配IEL机能的遗传基因，Ishikawa研究小组对MHC异同小鼠的IEL细胞毒机能及IFN-γ的产生进行了研究。其结果显示，在MHC异同各种小鼠间，未发现αβ-IEL细胞毒作用的个体差异，而γδ-IEL的细胞毒功能则具有较大的个体差异。即C57BL/6(B6)显示较强的细胞毒活性(High:H型)，C3H/HeJ(C3H)与DBA/2几乎看不到细胞毒活性( :N型)，此外，(B6X C3H)F1(B6C 3F1)小鼠的γδ-IEL与C3H一样属几乎看不到细胞毒活性的N型。与此同时，对由TCR对γδ-IEL的刺激引起的INF-γ的分泌进行了测定，来源于B6的γβ-IEL可以产生大量INF-γ，而来源于C3H及B6C 3F1几乎不能产生INF-γ，从三种小鼠的IFN-γ分泌的研究结果看，也显示了和细胞毒活性相一致趋向。因此，证实了决定细胞毒活性消失在优性遗传基因的其中之一是与mouse MHC(H-2)基因位点相关，细胞毒活性的有无与特定的Ⅴγ，Ⅴδ的使用频度之间，可能没有一定的关系[9] 。那么细胞毒活性的诱导与存在于肠内的微生物具有怎样的关系呢?Ishikawa研究小组对MHC异同的三种strain(C57BL/6,BALB/c,IQI)mouse经普通和无菌饲养后，IEL的细胞毒活性进行了比较，在普通条件饲养下，各种小鼠的αβ-IEL均显示了很强的细胞毒活性，在无菌条件下几乎看不到(C57BL/6)或根本看不到(BALB/c、IQI)细胞毒活性。而γδ-IEL的细胞毒活性，根据鼠种的不同，存在有显著的个体差异，各种无菌饲养小鼠与普通饲养小鼠显示了同等程度的细胞毒活性[10] 。这个结果表明，αβ-IEL的细胞毒活性是由来源于肠内微生物的抗原诱导，而γδ-IEL的细胞毒活性不受肠内微生物的影响。支持αβ-IEL与γδ-IEL显示的细胞毒作用是由不同遗传基因支配的，诱导细胞毒活性的机制也不同的学说，就是说γδ-IEL的细胞毒作用不是对微生物感染，而可能是针对那些到目前为止产生机制不明确的变性细胞进行识别，通过细胞毒作用将它们排出。
(二) 细胞因子的产生：T细胞可以产生各种细胞因子，并通过其产生的细胞因子发挥各自的功能。在集合淋巴结(Peyer's Patche)及粘膜固有层(Lamina propria)存在有产生IgA的B细胞，同时分布有可促进IgA-B细胞发育分化的Th2细胞(可分泌产生IL-4、IL-5)，存在于粘膜固有层的CD+ 4 T细胞的辅助性机能远远高于末梢。分离精制后的IEL在体外经anti-TCR单克隆抗体(anti-CD3 、anti-αβ、anti-γδ)的刺激活性化后，可产生各种细胞因子亦被证实，Taguchi等[11，12] ，证实了αβ及γδ-IEL可产生IFN-γ、IL-5。Barrett等[13] 认为Thy-1+αβ及γδ-IEL可产生IL-2、IL-3、IL-6、INF-γ、INF-α、IGF-β1 等细胞因子。从上述研究可以看出，CD8 αα+IEL具有产生分泌各种细胞因子的Th1、Th2的分泌功能。IEL在肠管上皮细胞间产生各种细胞因子，可以假设IEL对肠管局部免疫，上皮细胞的发育分化及控制起着一定的调节作用。
参考文献
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(收稿：1997-10-05 修回：1997-12-23)
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