神经突生长抑制
作者：沈强 赵定麟
单位：沈强 赵定麟 200003 上海,第二军医大学附属长征医院骨科
关键词：
中华创伤杂志980531 随着对神经突生长抑制的认识,近年来国外一些学者采取消除生长抑制的方法探索脊髓损伤修复的新方法。目前认为至少存在两种(类)功能上不同的抑制因素:(1)抑制生长锥的能动性装置;(2)破坏生长锥与基底面的稳定性。笔者复习近年有关神经突生长抑制的实验研究,综合论述已发现的神经突生长抑制因素。
一、阻止生长锥生长的神经介质(特异性可溶性分子)
近年来,体外培养哺乳类和蛇的细胞发现,某些特异性可溶性分子明显地使细胞生长锥回缩。其中具有代表性的是神经介质,包括5-羟色胺、谷胺酸盐、多巴胺和乙酰胆碱。神经介质对神经突生长的抑制效应与其浓度相关,并证实为受体介导,使生长锥的丝状假足活性终止,生长锥结构萎陷
, 百拇医药
[1，2]。
二、阻止生长锥生长的特异性蛋白质
实验发现,一些膜糖蛋白特异性排斥或抑制神经突生长。位于鸡胚体节后半部,分子量为48000和55 000膜糖蛋白融入脂质体导致培养的DRG细胞(背根节神经细胞)生长锥萎陷;当给予兔抗此膜糖蛋白抗体时,生长锥萎陷现象消除。在视顶盖区,分子量33 000膜糖蛋白与脂滴泡结合后具有致生长锥萎陷的作用[3],推测此分子在视盖区发育形成中发挥作用。近来,在成年鸡大脑内提取的分子量为100 000的糖蛋白Collapsin,其由信号肽、Semaphorin区、Ig区和碱基区构成,具有使生长锥的丝状假足活性终止,生长锥结构萎陷的作用[4]。
三、细胞外间质
Tenascin是一种细胞外蛋白质,广泛存在于周围和中枢神经系统,以及多种组织器官内。它的亚单位包含纤维粘连素Ⅲ和上皮生长因子重复片段。纯化的Tenascin作为神经细胞或非神经细胞培养底物时很少具有粘附特征。在鸡感觉神经元培养时,Tenascin是树突生长的良好底物,但生长锥与底物的粘附力下降。Tenascin细胞连接区域靠近C一端和纤维粘连素重复区;而其抗粘附效应存在于上皮生长因子重复片段。Tenascin作为神经细胞培养底物时具有双重效用:在一定条件下可以促进树突生长,但不能维持神经细胞粘附[5]。Tenascin具有介导神经细胞粘附星形胶质细胞的作用。在中枢神经系统发育和再生时,Tenascin被大量表达,其出现和存在的时间与星形胶质细胞相关 联,在中枢神经损伤修复时,Tenascin的表达与炎症细胞因子有关[6，7]。
, 百拇医药
JI 160/180(Janusin)与少突神经胶质细胞有关,是类似Tenascin的细胞外间质分子。用于神经培养底物时,具有促进生长锥生长、降低生长锥与底物粘附力的双重作用[5]。
蛋白多糖:蛋白多糖对树突生长的作用目前仍不清楚。角蛋白(Keratan)和硫酸软骨素蛋白多糖存在在于多种CNS(中枢神经系统)和PNS(周围神经系统)结构中,可能有树突生长抑制效用[8]。
四、神经轴突表面阻止生长锥生长的分子
通常,相邻神经元轴突是树突生长良好的底物。最近的研究表明:脊椎动物神经系统内,异名的轴突对生长锥生长有抑制效用。在中枢神经与周围神经神经元配对研究时,绝大多数相互间存在抑制效用;但同名神经元配对时则不存在接触抑制。在周围神经系统,神经节前交感神经元生长锥回避DRG轴突。在中枢神经系统,颞侧视神经元生长锥回避鼻侧视神经轴突,颞侧视神经生长锥回避顶盖区树突[9]。
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五、少突神经胶质细胞和中枢神经系统髓磷脂相关突触生长阻止物
神经突生长阻止物(NI):NI-35/250为从脊髓白质内分离提取的分子,分子量为35 000和250000。免疫学及生物化学研究提示,NI-35和NI-250密切相关。NI-250似乎为包含NI-35的复合体[10],能对后期生长的中枢神经系统传导束发挥分界性作用,在靶器官区域,能够限制神经突触生长至特定的区域或层面。它们广泛地存在于中枢神经系统白质内,包括存在于视神经内。在分离的胶质细胞与神经细胞联合培养时,可见到胶质细胞限制神经突触生长之明确分界线。星形神经胶质细胞和少突神经胶质前体细胞容许神经细胞突触生长,而成熟的少突神经胶质细胞对突触的生长严格限制。具有意义的是,仅仅生长锥丝状假足尖与少突神经胶质细胞接触即足以终止其生长,提示可能存在第二传导信息。生长锥生长终止时限长(数小时),但明确地表现为局部性,即指该神经细胞其他突触之生长并非受到限制。体外实验研究还显示,此类型生长抑制明显地依赖于生长锥与少突神经胶质细胞物理性接触,少突神经胶质细胞培养液不具备抑制神经细胞突触生长的效应[9，11]。
, 百拇医药
髓磷脂相关糖蛋白(MAG):MAG存在于神经胶质细胞膜上,分子量100 000,包括细胞外区(499个氨基酸)、跨膜段(20个氨基酸)和细胞内区(90个氨基酸)。体外实验证实MAG具有抑制神经细胞轴突的生长的作用。最近研究表明MAG抑制效应位于细胞外区(dMAG),dMAG上的SA(sialic acid binding site)和NOG(neurite outgrowth inhibition site)同时作用神经细胞时才具有抑制效应[12，13]。
六、突触生长抑制的细胞学机制
1.结构性或机械性屏障:中枢神经系统瘢痕,即致密的星形胶质细胞突紧密地相互编织连接,可以简单地阻挡或活性地抑制神经突触生长。目前尚不清楚此抑制效应作用机制,是否除可能的细胞特异性抑制外,物理性阻挡亦发挥作用。然而,有证据显示蛙视神经轴突和胚胎DRG树突再生时，可以穿过致密的神经瘢痕区[14]。
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配位子-受体相互作用和第二信使系统:目前,突触生长抑制物的氨基酸或DNA序列尚不能确定。不同抑制物之间的互相关系及相关受体的状况亦不清楚。除了神经介质外(对于神经介质,钙的变化似乎起到十分重要的作用),很难确定有关突触生长促进或抑制物的第二信使。(1)钙:一些实验支持细胞内钙浓度超过特定范围(升高或下降),生长锥生长停止。不同类别的神经细胞生长锥,其钙许可波动范围不相同。在生长锥上存在的钙通道簇可能是神经细胞产生非常局限性细胞内钙变化的作用机制。目前,关于钙是生长抑制蛋白信使的证据尚不清楚。但是,直接测量暴露于重组NI-35脂质体中的DRG神经元时显示:在生长锥萎缩之前,生长锥内细胞内钙表现为快速的短暂的升高。虽然,此不能证实钙为传导信使,但是,结合钙通道阻滞剂可以防止生长锥萎缩的实验结果,说明钙的确起到重要调节者作用[12，15]。(2)环AMP(cyclic AMP):如同钙,cAMP是一广泛性细胞内调节分子并已经被认为与突出生长的控制有关。许多诱因可导致cAMP升高,在很多神经细胞类型中,cAMP的升高对突触生长或生长锥能动性产生抑制效用[16]。目前尚不十分清楚cAMP是否直接参与突触生长抑制。(3)GAP-43(即F1,B-50,pp46):可望证实的生长锥活性调节蛋白是生长相关蛋白GAP-43,此蛋白在生长锥生长时表现非常明显。将非神经源性细胞GAP-43转染后导致该细胞生成细胞突触。GAP-43响应NGF(神经生长因子)的作用,此时突触保持正常的生长但突触粘附力下降。对树突生长锥缺乏GAP-43作用的认识尚不清楚。在轴突及其末端的GAP-43具有隐遁Calmodulin至细胞膜下区域,当蛋白激酶C(PKC)激活时则释放Calmodulin,故认为GAP-43网络是“Calmodulin蓄池”。该作用可能在调节细胞支架对钙信号的响应中很重要。另外,G0是脑内占主流的G-蛋白,它亦聚集在生长锥膜内。GAP-43可刺激G0的GDP-GTP转换,从细胞内调节生长锥膜内的G0。虽然,有关G0控制轴突生长相互关系的实验证据现在还不清楚,但是,此现象暗示在轴突生长时,G0可能具有联合细胞内、外信息的作用[17，18]。(4)PKC:作为受体介导磷脂酶C活动的结果,PKC参加许多信息传导过程。多巴胺诱导的鲶鱼视水平细胞轴突回缩是经二酰基甘油激活
, 百拇医药
PKC。在给予PKC抑制剂Sphingosine、Calphostinc和Ro-31-8220时,体外培养的金鱼视神经轴突生长停止;给予蛋白激酶A抑制剂HA1004时,轴突生长正常[19]。细胞外间质(ECM),如纤维粘连素和胶原的生长促进效应似乎依赖PKC功能。由于直接测定PKC活动的方法还没建立,PKC是否真正是ECM和CAM(所有粘连分子)分子信使仍不能确定。
参考文献
[1]Owen AD, Bird MM. Role of glutamate in the regulation of the outgrowth and motivity of neurites from mouse spinal cord neurons in culture. J Anat, 1997, 191∶301-307.
[2]Zheng JQ, Felder M, Connor JA, et al. Turning of nerve growth cones induced by neurotransmitters. Nature, 1994, 368∶140-144.
, 百拇医药
[3]Roskies AL, O'Leary DDM. Control of topographic retinal axon branching by inhibitory membrane-bound molecules. Science, 1994, 265∶799-803.
[4]Goshima Y, Kawakami T, Hori H, et al. A novel action of collapsin: Collapsin-1 increases antero- and retro-grade axoplasmic transport indepently of growth cone collapse. J Neurobiol, 1997, 33∶316-328.
[5]Taylor J, Pesheva P, Schachner M. Influence of janusin and tenascin on growth cone behavior in vitro. J Neurosci Res, 1993, 35∶347-362.
, 百拇医药
[6]Diprospero NA, Meiners S, Geller HM. Inflammatory cytokines interact to modulate extracellular matrix and astrocytic support of neurite outgrowth. Experimental Neurology, 1997, 148∶628-639.
[7]Deller T, Haas CA, Naumann T, et al. Up-regulation of astrocyte-derived tenascin-c correlates with neurite outgrowth in the rat dentate gyrus after unilateral netorhinal cortex lesion. Neuroscience, 1997, 81∶829-846.
[8]Snow DM, Brown EM, Letourneau PC. Growth cone behavior in the presence of solute chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin. Int J Dev Neurosci, 1996, 14∶331-349.
, 百拇医药
[9]Keyes RJ, Cook GMW. Repulsive and inhibitory signals. Current Opinion in Neurobiol, 1995, 5∶75-82.
[10]Mckerracher L, David S, Jackson DL, et al. Identification of myelin-associated glycoprotein as a major myelin-derived inhibitor of neurite growth. Neuron, 1994, 13∶805-822.
[11]Loschinger J, Bandtlow CE, Jung J, et al. Retinal axon growth cone responses to different environmental cues are mediated by different second-messenger systems. J Neurobiol, 1997, 33∶825-834.
, http://www.100md.com
[12]Tang S, Shen YJ, Debellard ME, et al. Myelin-associated glycoprotein interacts with neurons via a sialic acid binding site at ARG118 and a distinct neurite inhibition side. J Cell Biol, 1997, 138∶1355-1366.
[13]Tang S, Woodhall RW, Shen YJ, et al. Soluble myelin-associated glycoprotein found in vivo inhibits axonal regeneration. Mol Cell Neurosci, 1997, 9∶333-346.
[14]Thomas SLC, Seang FJ, Stevens J, et al. An inhibitor of neurite ougrowth produced by astrocytes. J Cell Sci, 1994, 107∶1687-1695.
, 百拇医药
[15]Bandtlow CE, Schmidt MF, Hassinger TD, et al. Role of intracellular calcium in NI-35-evoked collapse of neuronal growth cones. Sci, 1993 , 259∶80-83.
[16]Kim YT, Wu CF. Reduced growth cone motility in cultured neurons from Drosophila memory mutants with a defective cAMP cascade. J Neurosci, 1996, 16∶5593-5602.
[17]Igarashi M, Strittmatter SM, Vartanian T, et al. Mediation by G proteins of signals that cause collapse of growth cone. Sci, 1993, 259∶77-79.
, http://www.100md.com
[18]Benowitz LL, Routtenberg A. GAP-43: An intrinsic determinant of neuronal development and plasticity. TINS, 1997, 20∶84-91.
[19]Heacock AM, Agranoff BW. Protein kinase inhibitors block neurite outgrowth from explants of goldfish retina. Neurochem Res, 1997, 22∶1179-1185.
(收稿:1997-10-18 修回:1998-04-11), 百拇医药
单位：沈强 赵定麟 200003 上海,第二军医大学附属长征医院骨科
关键词：
中华创伤杂志980531 随着对神经突生长抑制的认识,近年来国外一些学者采取消除生长抑制的方法探索脊髓损伤修复的新方法。目前认为至少存在两种(类)功能上不同的抑制因素:(1)抑制生长锥的能动性装置;(2)破坏生长锥与基底面的稳定性。笔者复习近年有关神经突生长抑制的实验研究,综合论述已发现的神经突生长抑制因素。
一、阻止生长锥生长的神经介质(特异性可溶性分子)
近年来,体外培养哺乳类和蛇的细胞发现,某些特异性可溶性分子明显地使细胞生长锥回缩。其中具有代表性的是神经介质,包括5-羟色胺、谷胺酸盐、多巴胺和乙酰胆碱。神经介质对神经突生长的抑制效应与其浓度相关,并证实为受体介导,使生长锥的丝状假足活性终止,生长锥结构萎陷
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[1，2]。
二、阻止生长锥生长的特异性蛋白质
实验发现,一些膜糖蛋白特异性排斥或抑制神经突生长。位于鸡胚体节后半部,分子量为48000和55 000膜糖蛋白融入脂质体导致培养的DRG细胞(背根节神经细胞)生长锥萎陷;当给予兔抗此膜糖蛋白抗体时,生长锥萎陷现象消除。在视顶盖区,分子量33 000膜糖蛋白与脂滴泡结合后具有致生长锥萎陷的作用[3],推测此分子在视盖区发育形成中发挥作用。近来,在成年鸡大脑内提取的分子量为100 000的糖蛋白Collapsin,其由信号肽、Semaphorin区、Ig区和碱基区构成,具有使生长锥的丝状假足活性终止,生长锥结构萎陷的作用[4]。
三、细胞外间质
Tenascin是一种细胞外蛋白质,广泛存在于周围和中枢神经系统,以及多种组织器官内。它的亚单位包含纤维粘连素Ⅲ和上皮生长因子重复片段。纯化的Tenascin作为神经细胞或非神经细胞培养底物时很少具有粘附特征。在鸡感觉神经元培养时,Tenascin是树突生长的良好底物,但生长锥与底物的粘附力下降。Tenascin细胞连接区域靠近C一端和纤维粘连素重复区;而其抗粘附效应存在于上皮生长因子重复片段。Tenascin作为神经细胞培养底物时具有双重效用:在一定条件下可以促进树突生长,但不能维持神经细胞粘附[5]。Tenascin具有介导神经细胞粘附星形胶质细胞的作用。在中枢神经系统发育和再生时,Tenascin被大量表达,其出现和存在的时间与星形胶质细胞相关 联,在中枢神经损伤修复时,Tenascin的表达与炎症细胞因子有关[6，7]。
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JI 160/180(Janusin)与少突神经胶质细胞有关,是类似Tenascin的细胞外间质分子。用于神经培养底物时,具有促进生长锥生长、降低生长锥与底物粘附力的双重作用[5]。
蛋白多糖:蛋白多糖对树突生长的作用目前仍不清楚。角蛋白(Keratan)和硫酸软骨素蛋白多糖存在在于多种CNS(中枢神经系统)和PNS(周围神经系统)结构中,可能有树突生长抑制效用[8]。
四、神经轴突表面阻止生长锥生长的分子
通常,相邻神经元轴突是树突生长良好的底物。最近的研究表明:脊椎动物神经系统内,异名的轴突对生长锥生长有抑制效用。在中枢神经与周围神经神经元配对研究时,绝大多数相互间存在抑制效用;但同名神经元配对时则不存在接触抑制。在周围神经系统,神经节前交感神经元生长锥回避DRG轴突。在中枢神经系统,颞侧视神经元生长锥回避鼻侧视神经轴突,颞侧视神经生长锥回避顶盖区树突[9]。
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五、少突神经胶质细胞和中枢神经系统髓磷脂相关突触生长阻止物
神经突生长阻止物(NI):NI-35/250为从脊髓白质内分离提取的分子,分子量为35 000和250000。免疫学及生物化学研究提示,NI-35和NI-250密切相关。NI-250似乎为包含NI-35的复合体[10],能对后期生长的中枢神经系统传导束发挥分界性作用,在靶器官区域,能够限制神经突触生长至特定的区域或层面。它们广泛地存在于中枢神经系统白质内,包括存在于视神经内。在分离的胶质细胞与神经细胞联合培养时,可见到胶质细胞限制神经突触生长之明确分界线。星形神经胶质细胞和少突神经胶质前体细胞容许神经细胞突触生长,而成熟的少突神经胶质细胞对突触的生长严格限制。具有意义的是,仅仅生长锥丝状假足尖与少突神经胶质细胞接触即足以终止其生长,提示可能存在第二传导信息。生长锥生长终止时限长(数小时),但明确地表现为局部性,即指该神经细胞其他突触之生长并非受到限制。体外实验研究还显示,此类型生长抑制明显地依赖于生长锥与少突神经胶质细胞物理性接触,少突神经胶质细胞培养液不具备抑制神经细胞突触生长的效应[9，11]。
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髓磷脂相关糖蛋白(MAG):MAG存在于神经胶质细胞膜上,分子量100 000,包括细胞外区(499个氨基酸)、跨膜段(20个氨基酸)和细胞内区(90个氨基酸)。体外实验证实MAG具有抑制神经细胞轴突的生长的作用。最近研究表明MAG抑制效应位于细胞外区(dMAG),dMAG上的SA(sialic acid binding site)和NOG(neurite outgrowth inhibition site)同时作用神经细胞时才具有抑制效应[12，13]。
六、突触生长抑制的细胞学机制
1.结构性或机械性屏障:中枢神经系统瘢痕,即致密的星形胶质细胞突紧密地相互编织连接,可以简单地阻挡或活性地抑制神经突触生长。目前尚不清楚此抑制效应作用机制,是否除可能的细胞特异性抑制外,物理性阻挡亦发挥作用。然而,有证据显示蛙视神经轴突和胚胎DRG树突再生时，可以穿过致密的神经瘢痕区[14]。
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配位子-受体相互作用和第二信使系统:目前,突触生长抑制物的氨基酸或DNA序列尚不能确定。不同抑制物之间的互相关系及相关受体的状况亦不清楚。除了神经介质外(对于神经介质,钙的变化似乎起到十分重要的作用),很难确定有关突触生长促进或抑制物的第二信使。(1)钙:一些实验支持细胞内钙浓度超过特定范围(升高或下降),生长锥生长停止。不同类别的神经细胞生长锥,其钙许可波动范围不相同。在生长锥上存在的钙通道簇可能是神经细胞产生非常局限性细胞内钙变化的作用机制。目前,关于钙是生长抑制蛋白信使的证据尚不清楚。但是,直接测量暴露于重组NI-35脂质体中的DRG神经元时显示:在生长锥萎缩之前,生长锥内细胞内钙表现为快速的短暂的升高。虽然,此不能证实钙为传导信使,但是,结合钙通道阻滞剂可以防止生长锥萎缩的实验结果,说明钙的确起到重要调节者作用[12，15]。(2)环AMP(cyclic AMP):如同钙,cAMP是一广泛性细胞内调节分子并已经被认为与突出生长的控制有关。许多诱因可导致cAMP升高,在很多神经细胞类型中,cAMP的升高对突触生长或生长锥能动性产生抑制效用[16]。目前尚不十分清楚cAMP是否直接参与突触生长抑制。(3)GAP-43(即F1,B-50,pp46):可望证实的生长锥活性调节蛋白是生长相关蛋白GAP-43,此蛋白在生长锥生长时表现非常明显。将非神经源性细胞GAP-43转染后导致该细胞生成细胞突触。GAP-43响应NGF(神经生长因子)的作用,此时突触保持正常的生长但突触粘附力下降。对树突生长锥缺乏GAP-43作用的认识尚不清楚。在轴突及其末端的GAP-43具有隐遁Calmodulin至细胞膜下区域,当蛋白激酶C(PKC)激活时则释放Calmodulin,故认为GAP-43网络是“Calmodulin蓄池”。该作用可能在调节细胞支架对钙信号的响应中很重要。另外,G0是脑内占主流的G-蛋白,它亦聚集在生长锥膜内。GAP-43可刺激G0的GDP-GTP转换,从细胞内调节生长锥膜内的G0。虽然,有关G0控制轴突生长相互关系的实验证据现在还不清楚,但是,此现象暗示在轴突生长时,G0可能具有联合细胞内、外信息的作用[17，18]。(4)PKC:作为受体介导磷脂酶C活动的结果,PKC参加许多信息传导过程。多巴胺诱导的鲶鱼视水平细胞轴突回缩是经二酰基甘油激活
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PKC。在给予PKC抑制剂Sphingosine、Calphostinc和Ro-31-8220时,体外培养的金鱼视神经轴突生长停止;给予蛋白激酶A抑制剂HA1004时,轴突生长正常[19]。细胞外间质(ECM),如纤维粘连素和胶原的生长促进效应似乎依赖PKC功能。由于直接测定PKC活动的方法还没建立,PKC是否真正是ECM和CAM(所有粘连分子)分子信使仍不能确定。
参考文献
[1]Owen AD, Bird MM. Role of glutamate in the regulation of the outgrowth and motivity of neurites from mouse spinal cord neurons in culture. J Anat, 1997, 191∶301-307.
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[3]Roskies AL, O'Leary DDM. Control of topographic retinal axon branching by inhibitory membrane-bound molecules. Science, 1994, 265∶799-803.
[4]Goshima Y, Kawakami T, Hori H, et al. A novel action of collapsin: Collapsin-1 increases antero- and retro-grade axoplasmic transport indepently of growth cone collapse. J Neurobiol, 1997, 33∶316-328.
[5]Taylor J, Pesheva P, Schachner M. Influence of janusin and tenascin on growth cone behavior in vitro. J Neurosci Res, 1993, 35∶347-362.
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[6]Diprospero NA, Meiners S, Geller HM. Inflammatory cytokines interact to modulate extracellular matrix and astrocytic support of neurite outgrowth. Experimental Neurology, 1997, 148∶628-639.
[7]Deller T, Haas CA, Naumann T, et al. Up-regulation of astrocyte-derived tenascin-c correlates with neurite outgrowth in the rat dentate gyrus after unilateral netorhinal cortex lesion. Neuroscience, 1997, 81∶829-846.
[8]Snow DM, Brown EM, Letourneau PC. Growth cone behavior in the presence of solute chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin. Int J Dev Neurosci, 1996, 14∶331-349.
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[9]Keyes RJ, Cook GMW. Repulsive and inhibitory signals. Current Opinion in Neurobiol, 1995, 5∶75-82.
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[11]Loschinger J, Bandtlow CE, Jung J, et al. Retinal axon growth cone responses to different environmental cues are mediated by different second-messenger systems. J Neurobiol, 1997, 33∶825-834.
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[12]Tang S, Shen YJ, Debellard ME, et al. Myelin-associated glycoprotein interacts with neurons via a sialic acid binding site at ARG118 and a distinct neurite inhibition side. J Cell Biol, 1997, 138∶1355-1366.
[13]Tang S, Woodhall RW, Shen YJ, et al. Soluble myelin-associated glycoprotein found in vivo inhibits axonal regeneration. Mol Cell Neurosci, 1997, 9∶333-346.
[14]Thomas SLC, Seang FJ, Stevens J, et al. An inhibitor of neurite ougrowth produced by astrocytes. J Cell Sci, 1994, 107∶1687-1695.
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[15]Bandtlow CE, Schmidt MF, Hassinger TD, et al. Role of intracellular calcium in NI-35-evoked collapse of neuronal growth cones. Sci, 1993 , 259∶80-83.
[16]Kim YT, Wu CF. Reduced growth cone motility in cultured neurons from Drosophila memory mutants with a defective cAMP cascade. J Neurosci, 1996, 16∶5593-5602.
[17]Igarashi M, Strittmatter SM, Vartanian T, et al. Mediation by G proteins of signals that cause collapse of growth cone. Sci, 1993, 259∶77-79.
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[18]Benowitz LL, Routtenberg A. GAP-43: An intrinsic determinant of neuronal development and plasticity. TINS, 1997, 20∶84-91.
[19]Heacock AM, Agranoff BW. Protein kinase inhibitors block neurite outgrowth from explants of goldfish retina. Neurochem Res, 1997, 22∶1179-1185.
(收稿:1997-10-18 修回:1998-04-11), 百拇医药