自体血清治疗全层黄斑裂孔
作者：王丽丽 黄玲
单位：西安市第四医院眼科，710004
关键词：黄斑；视网膜穿孔/治疗
自体血清治疗全层黄斑裂孔王煊审校
摘 要 黄斑裂孔是导致视力下降的严重眼病。随着人们对黄斑裂孔的成因及机理认识的不断深入，采用玻璃体手术治疗全层黄斑裂孔；术中用辅助物自体血清可大大提高黄斑裂孔的封闭及视力改善。我们对自体血清的基础研究及临床应用、手术方法、预后等作一综述。
分类号 R774.505
1 玻璃体手术治疗黄斑裂孔的概述
全层黄斑裂孔是严重的致盲疾病之一，它可由各种因素造成。本世纪70年代，有关黄斑裂孔的发病机制有三种学说：(1)外伤学说：早期人们认为黄斑裂孔主要是由于外伤的直接或间接作用引起。(2)黄斑囊变学说：由于各种原因致黄斑区囊样变性，囊样变性逐渐融合增大破裂或由于玻璃体的牵拉作用而致裂孔形成。(3)玻璃体学说：由于玻璃体的作用导致黄斑裂孔形成[1]。
, 百拇医药
1988年Gass[2]提出一种新学说：由于中心凹前玻璃体皮质的生物学改变使其收缩，随之引起视网膜中心凹区域向前的牵拉脱离，然后很快形成切线方向的牵拉致裂孔逐渐形成。这一理论已被越来越多的临床观察及组织病理学研究结果证实[3～6]。由于对黄斑裂孔成因及机理认识的不断深入，特别是认识到黄斑裂孔主要是由于玻璃体后界膜对中心凹的切线牵拉作用而逐渐形成的，因此采用手术方法。手术目的是解除玻璃体牵引，保存和提高受损黄斑的功能。玻璃体术后黄斑裂孔愈合、缩小，视网膜平复，裂孔周围增厚的视网膜恢复正常及裂孔底部出现一层纤维组织，视功能有望恢复与提高。1991年Kelly和Wendel等报道了首批接受玻璃体切割气体填压治疗3、4期黄斑裂孔的研究结果，取得了可喜的进展。手术后裂孔封闭率为58%～73%[7～12]。随着生物化学及细胞生物学研究的进展，某些生物化学因子可促进伤口愈合。1992年Glaser等首次报道了利用牛转化生长因子β2(TGF-β2)，作为治疗全层黄斑裂孔手术的辅助物，裂孔封闭率达91%～100%[7，8，10]，视力均较单纯手术提高。因此人们将治疗方法的焦点集中在术中利用的辅助物作为一种手段提高手术成功率。随后Liggett等[13]提出用自体血清作为手术的辅助性治疗。11只眼术中应用自体血清全部解剖复位，其中10只眼视力较术前提高。Wells[14]对44例黄斑裂孔术中用自体血清治疗，视力提高2.7行。Christmas等[15]证实自体血清与TGF-β2具有等价的视网膜生物胶的作用。由于TGF-β2价格昂贵，限制其应用，而自体血清价廉物美，易于采集，无抗原性，疗效颇佳且易于推广应用，故在黄斑裂孔封闭中有良好的应用前景。
, 百拇医药
2 实验室研究
1989年Smiddy[16]用外科手术制成视网膜裂孔的动物模型，注入TGF-β2，认为它可以刺激胶原和糖蛋白的合成，促进细胞增殖与移行，加速创口愈合；可形成视网膜脉络膜的粘连，具有生物胶的作用。1995年Christmas等[15]就自体血清治疗黄斑裂孔的理论性和可行性通过临床与组织学的研究手段进行了实验室的基础研究。将24只患白化病存在视网膜裂孔的雄性、体重在1.8～1.2kg的兔子，在其患眼行扁平部的晶体玻璃体切割，气液交换后平分为两组，其中一组为自体血清治疗组，另一组为对照组；两组兔眼均用20%SF6作气—气交换。术后用间接检眼镜观察。分别于术后5、14、28天将实验兔处死，用光镜、电镜和免疫细胞化学等手段研究组织切片。自体血清治疗组术后在各时间段中未发现有视网膜脱离，在裂孔区边缘视网膜色素上皮之间有多层纤维细胞附着。对照组术后5、14、28天发生视网膜脱离者分别为15%、50%、75%，其裂孔周围视网膜上亦未发现上述细胞反应。经免疫细胞化学分析其主要成分为Vimentin、细胞角蛋白18和纤维胶原酸蛋白。这一研究表明血清可以诱发局部纤维细胞反应，参与成分为胶原质、视网膜色素上皮、成纤维细胞，促进视网膜神经上皮与色素上皮粘连。森圭介等[17]经动物实验研究证实，自体血清中生长因子成分对视网膜的作用机理：(1)促进视网膜下纤维母细胞游走；(2)增强视网膜色素上皮的增生能力；(3)有利于Müller细胞的增大及向视网膜下移动。
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3 自体血清作用机理及比较
许多学者认为[18]黄斑裂孔可引起光感受器的丢失、变形、功能障碍及裂孔边缘由于神经上皮脱离，形成袖口边可导致视力障碍。这种情况目前手术方法不能使之展开。Glaser[8]认为如果能将脱离的神经上皮组织展开可增进视力。自体血清是从患者本人全血中获得并经离心后的上清液，它含有多种生长因子：血小板获得性生长因子(platelet derived growth factor，PDGF)、转移生长因子(transforming growth factor，TGF)、纤维细胞生长因子(fibroblast growth factor，FGF)和胶原物的化学诱导剂，并可促使视网膜色素上皮和神经上皮层之间的慢性粘连，通过刺激胶原、糖蛋白的合成和细胞增殖移行使裂孔愈合[15]，也可促使内源性TGF-β2的释放[19～22]，同时不损伤光感受器，保留现存的视杆细胞[14]，并促进脱离的神经上皮组织展开，因此可提高黄斑裂孔的复位率和视力。目前各种各样的组织粘合剂已用于临床实验性研究中。但临床常用的有三种：TGF-β2、血小板浓缩物、自体血清。TGF-β2必须从牛骨中提炼，且需超低温保存，给临床使用带来一定困难；作为一种异体抗原，亦不能排除在人体的应用时异种抗原激发的眼内反应，且造价昂贵。自体血清与前两者相比则相对价廉，且临床使用时很容易获取。经临床实验性研究验证其治疗效果与前两者相似[15]，同样具有视网膜生物胶的作用。在临床使用上有很大的优势，因此在全层黄斑裂孔的治疗中有较高的实用价值。
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4 手术治疗
Wells等[14](1996)采用玻璃体切割、气体填压、自体血清辅助治疗全层黄斑裂孔，此后方法均有所改进，并逐渐完善。
常规局麻，以标准三管扁平部行玻璃体切割，切割中央玻璃体。对于2～3期黄斑裂孔病人，先行中央核性切割，对4期、外伤性黄斑裂孔行彻底扁平部切割。换入套有弹性硅胶管的负压吸引头，以150mmHg负压维持，吸引视盘上部探查后皮质，吸住后皮质拉起形成后部玻璃体与视网膜分离，并切净后脱离的皮质。应使用间接检眼镜细致检查360度周边视网膜包括扁平部切割头入口。若发现任何周边部视网膜裂孔用冷冻或激光光凝处理，并充分气—液交换。用33号笛针小心插入黄斑裂孔边缘进行内放液，停留10分钟，用笛针在此吸除视网膜下积聚的液体。
消毒后静脉穿刺抽取自体全血10ml，用4 000转离心约5分钟。33号针吸出1～2滴血清，将血清滴入黄斑孔表面，停留5～10分钟，随后将大部分血清吸出，使黄斑表面残留一层薄的血清层。用16%C3F8行气—气交换。术后先仰卧24小时以使自体血清充分填充裂孔，以后采取伏卧位持续2周，利用C3F8机械作用顶压黄斑裂孔，巩固疗效。
, 百拇医药
手术关键是分离后部玻璃体凝胶，造成医源性玻璃体后脱离，要求术者精细操作，以免吸皮质或裂孔中液体时不慎吸入视网膜组织，人为造成裂孔撕裂扩大或医源性裂孔；剥黄斑前膜时要细心、有分寸。决不允许导致黄斑区出血[15]。
5 预后
一般在解剖复位成功的前提下，视功能改善，中心暗点、视物变形症状消失。
传统的手术后裂孔封闭率为58%～73%，使用辅助药物者裂孔封闭率为91%～100%。Snellen表检查，视力提高两行及以上为显效，65%达标。但最后能有20/40及以上者极少，仅占7%～19%[8]。
自体血清可能对感光外层再生和功能恢复有意外的作用，机理不明。术前脱离时间超过6个月，视力肯定不佳。术后视力最后稳定需等待6个月以上。术后61%以上视力提高，27%的裂孔封闭者视力无改善[23]。
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6 结语
自体血清治疗全层黄斑裂孔，目前国内尚未见报道，国外近几年才开始进行试验性研究。自体血清对视网膜无毒，能刺激感光细胞和视网膜色素上皮细胞从而使视网膜裂孔周围产生粘连，促进裂孔封闭；同时阻止大量的纤维细胞增殖，具有粘连结合可控制的生物退化能力。
促进黄斑裂孔封闭的辅助药物较多，但有的价格昂贵，有的是应用不便，而自体血清来源充足，制作方便，应用简单易行，疗效和其它药物相同，能促使内源性TGF-β2释放，是目前在我国治疗全层黄斑裂孔的理想药物。
7 参考文献
1 Akiba J，et al.Ophthalmology，1990，97：1610～1613.
2 Gass JDM.Arch Ophthalmol，1988，106：629～639.
, 百拇医药
3 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1988，105：371～376.
4 Marghetio RR，et al.Am J Ophthalmol，1972，74：291～232.
5 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1989，108：360～364.
6 Morgherio RR，et al.Ophthalmology，1989，96：1437.
7 Kelly NE，et al.Arch Ophthalmol，1991，109：654～9.
8 Glaser BM，et al.Ophthalmology，1992，99：1162～73.
, 百拇医药
9 Thompson JT，et al.Ophthalmology，1994，101：1195.
10 Wendel RT，et al.Ophthalmology，1993，100：1671.
11 Smiddy WE，et al.Retina，1993，13：296.
12 Lansing MB，et al.Ophthalmology，1993，100：868.
13 Liggett PE，et al.Ophthalmology，1995，102：1071～6.
14 Wells JA，et al.Eye 1996，10：597.
15 Christmas NJ，et al.Ophthalmology，1995，102：263～71.
, http://www.100md.com
16 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1989；107：577～580.
17 森圭介，他.临眼，1995，49：1310～1315.
18 Eric Ezra，et al.Arch Ophthalmol，1997，115：1279.
19 Sheta SM，et al.Am J Ophthalmol，1990，129：28.
20 Garcia-Arumi J，et al.XIXth meeting of the Club Jules Gonin，Versailles，1994.
21 Gaudric A.Graefe s Arch Clin Exp Ophthalmol，1995，223.549.
22 Blumenkranz MS，et al.Ophthalmology，1994，101：69.
23 Wendel RT，et al.Ophthalmology，1993，100：1677.
(1999-01-08收稿), 百拇医药
单位：西安市第四医院眼科，710004
关键词：黄斑；视网膜穿孔/治疗
自体血清治疗全层黄斑裂孔王煊审校
摘 要 黄斑裂孔是导致视力下降的严重眼病。随着人们对黄斑裂孔的成因及机理认识的不断深入，采用玻璃体手术治疗全层黄斑裂孔；术中用辅助物自体血清可大大提高黄斑裂孔的封闭及视力改善。我们对自体血清的基础研究及临床应用、手术方法、预后等作一综述。
分类号 R774.505
1 玻璃体手术治疗黄斑裂孔的概述
全层黄斑裂孔是严重的致盲疾病之一，它可由各种因素造成。本世纪70年代，有关黄斑裂孔的发病机制有三种学说：(1)外伤学说：早期人们认为黄斑裂孔主要是由于外伤的直接或间接作用引起。(2)黄斑囊变学说：由于各种原因致黄斑区囊样变性，囊样变性逐渐融合增大破裂或由于玻璃体的牵拉作用而致裂孔形成。(3)玻璃体学说：由于玻璃体的作用导致黄斑裂孔形成[1]。
, 百拇医药
1988年Gass[2]提出一种新学说：由于中心凹前玻璃体皮质的生物学改变使其收缩，随之引起视网膜中心凹区域向前的牵拉脱离，然后很快形成切线方向的牵拉致裂孔逐渐形成。这一理论已被越来越多的临床观察及组织病理学研究结果证实[3～6]。由于对黄斑裂孔成因及机理认识的不断深入，特别是认识到黄斑裂孔主要是由于玻璃体后界膜对中心凹的切线牵拉作用而逐渐形成的，因此采用手术方法。手术目的是解除玻璃体牵引，保存和提高受损黄斑的功能。玻璃体术后黄斑裂孔愈合、缩小，视网膜平复，裂孔周围增厚的视网膜恢复正常及裂孔底部出现一层纤维组织，视功能有望恢复与提高。1991年Kelly和Wendel等报道了首批接受玻璃体切割气体填压治疗3、4期黄斑裂孔的研究结果，取得了可喜的进展。手术后裂孔封闭率为58%～73%[7～12]。随着生物化学及细胞生物学研究的进展，某些生物化学因子可促进伤口愈合。1992年Glaser等首次报道了利用牛转化生长因子β2(TGF-β2)，作为治疗全层黄斑裂孔手术的辅助物，裂孔封闭率达91%～100%[7，8，10]，视力均较单纯手术提高。因此人们将治疗方法的焦点集中在术中利用的辅助物作为一种手段提高手术成功率。随后Liggett等[13]提出用自体血清作为手术的辅助性治疗。11只眼术中应用自体血清全部解剖复位，其中10只眼视力较术前提高。Wells[14]对44例黄斑裂孔术中用自体血清治疗，视力提高2.7行。Christmas等[15]证实自体血清与TGF-β2具有等价的视网膜生物胶的作用。由于TGF-β2价格昂贵，限制其应用，而自体血清价廉物美，易于采集，无抗原性，疗效颇佳且易于推广应用，故在黄斑裂孔封闭中有良好的应用前景。
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2 实验室研究
1989年Smiddy[16]用外科手术制成视网膜裂孔的动物模型，注入TGF-β2，认为它可以刺激胶原和糖蛋白的合成，促进细胞增殖与移行，加速创口愈合；可形成视网膜脉络膜的粘连，具有生物胶的作用。1995年Christmas等[15]就自体血清治疗黄斑裂孔的理论性和可行性通过临床与组织学的研究手段进行了实验室的基础研究。将24只患白化病存在视网膜裂孔的雄性、体重在1.8～1.2kg的兔子，在其患眼行扁平部的晶体玻璃体切割，气液交换后平分为两组，其中一组为自体血清治疗组，另一组为对照组；两组兔眼均用20%SF6作气—气交换。术后用间接检眼镜观察。分别于术后5、14、28天将实验兔处死，用光镜、电镜和免疫细胞化学等手段研究组织切片。自体血清治疗组术后在各时间段中未发现有视网膜脱离，在裂孔区边缘视网膜色素上皮之间有多层纤维细胞附着。对照组术后5、14、28天发生视网膜脱离者分别为15%、50%、75%，其裂孔周围视网膜上亦未发现上述细胞反应。经免疫细胞化学分析其主要成分为Vimentin、细胞角蛋白18和纤维胶原酸蛋白。这一研究表明血清可以诱发局部纤维细胞反应，参与成分为胶原质、视网膜色素上皮、成纤维细胞，促进视网膜神经上皮与色素上皮粘连。森圭介等[17]经动物实验研究证实，自体血清中生长因子成分对视网膜的作用机理：(1)促进视网膜下纤维母细胞游走；(2)增强视网膜色素上皮的增生能力；(3)有利于Müller细胞的增大及向视网膜下移动。
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3 自体血清作用机理及比较
许多学者认为[18]黄斑裂孔可引起光感受器的丢失、变形、功能障碍及裂孔边缘由于神经上皮脱离，形成袖口边可导致视力障碍。这种情况目前手术方法不能使之展开。Glaser[8]认为如果能将脱离的神经上皮组织展开可增进视力。自体血清是从患者本人全血中获得并经离心后的上清液，它含有多种生长因子：血小板获得性生长因子(platelet derived growth factor，PDGF)、转移生长因子(transforming growth factor，TGF)、纤维细胞生长因子(fibroblast growth factor，FGF)和胶原物的化学诱导剂，并可促使视网膜色素上皮和神经上皮层之间的慢性粘连，通过刺激胶原、糖蛋白的合成和细胞增殖移行使裂孔愈合[15]，也可促使内源性TGF-β2的释放[19～22]，同时不损伤光感受器，保留现存的视杆细胞[14]，并促进脱离的神经上皮组织展开，因此可提高黄斑裂孔的复位率和视力。目前各种各样的组织粘合剂已用于临床实验性研究中。但临床常用的有三种：TGF-β2、血小板浓缩物、自体血清。TGF-β2必须从牛骨中提炼，且需超低温保存，给临床使用带来一定困难；作为一种异体抗原，亦不能排除在人体的应用时异种抗原激发的眼内反应，且造价昂贵。自体血清与前两者相比则相对价廉，且临床使用时很容易获取。经临床实验性研究验证其治疗效果与前两者相似[15]，同样具有视网膜生物胶的作用。在临床使用上有很大的优势，因此在全层黄斑裂孔的治疗中有较高的实用价值。
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4 手术治疗
Wells等[14](1996)采用玻璃体切割、气体填压、自体血清辅助治疗全层黄斑裂孔，此后方法均有所改进，并逐渐完善。
常规局麻，以标准三管扁平部行玻璃体切割，切割中央玻璃体。对于2～3期黄斑裂孔病人，先行中央核性切割，对4期、外伤性黄斑裂孔行彻底扁平部切割。换入套有弹性硅胶管的负压吸引头，以150mmHg负压维持，吸引视盘上部探查后皮质，吸住后皮质拉起形成后部玻璃体与视网膜分离，并切净后脱离的皮质。应使用间接检眼镜细致检查360度周边视网膜包括扁平部切割头入口。若发现任何周边部视网膜裂孔用冷冻或激光光凝处理，并充分气—液交换。用33号笛针小心插入黄斑裂孔边缘进行内放液，停留10分钟，用笛针在此吸除视网膜下积聚的液体。
消毒后静脉穿刺抽取自体全血10ml，用4 000转离心约5分钟。33号针吸出1～2滴血清，将血清滴入黄斑孔表面，停留5～10分钟，随后将大部分血清吸出，使黄斑表面残留一层薄的血清层。用16%C3F8行气—气交换。术后先仰卧24小时以使自体血清充分填充裂孔，以后采取伏卧位持续2周，利用C3F8机械作用顶压黄斑裂孔，巩固疗效。
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手术关键是分离后部玻璃体凝胶，造成医源性玻璃体后脱离，要求术者精细操作，以免吸皮质或裂孔中液体时不慎吸入视网膜组织，人为造成裂孔撕裂扩大或医源性裂孔；剥黄斑前膜时要细心、有分寸。决不允许导致黄斑区出血[15]。
5 预后
一般在解剖复位成功的前提下，视功能改善，中心暗点、视物变形症状消失。
传统的手术后裂孔封闭率为58%～73%，使用辅助药物者裂孔封闭率为91%～100%。Snellen表检查，视力提高两行及以上为显效，65%达标。但最后能有20/40及以上者极少，仅占7%～19%[8]。
自体血清可能对感光外层再生和功能恢复有意外的作用，机理不明。术前脱离时间超过6个月，视力肯定不佳。术后视力最后稳定需等待6个月以上。术后61%以上视力提高，27%的裂孔封闭者视力无改善[23]。
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6 结语
自体血清治疗全层黄斑裂孔，目前国内尚未见报道，国外近几年才开始进行试验性研究。自体血清对视网膜无毒，能刺激感光细胞和视网膜色素上皮细胞从而使视网膜裂孔周围产生粘连，促进裂孔封闭；同时阻止大量的纤维细胞增殖，具有粘连结合可控制的生物退化能力。
促进黄斑裂孔封闭的辅助药物较多，但有的价格昂贵，有的是应用不便，而自体血清来源充足，制作方便，应用简单易行，疗效和其它药物相同，能促使内源性TGF-β2释放，是目前在我国治疗全层黄斑裂孔的理想药物。
7 参考文献
1 Akiba J，et al.Ophthalmology，1990，97：1610～1613.
2 Gass JDM.Arch Ophthalmol，1988，106：629～639.
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3 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1988，105：371～376.
4 Marghetio RR，et al.Am J Ophthalmol，1972，74：291～232.
5 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1989，108：360～364.
6 Morgherio RR，et al.Ophthalmology，1989，96：1437.
7 Kelly NE，et al.Arch Ophthalmol，1991，109：654～9.
8 Glaser BM，et al.Ophthalmology，1992，99：1162～73.
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9 Thompson JT，et al.Ophthalmology，1994，101：1195.
10 Wendel RT，et al.Ophthalmology，1993，100：1671.
11 Smiddy WE，et al.Retina，1993，13：296.
12 Lansing MB，et al.Ophthalmology，1993，100：868.
13 Liggett PE，et al.Ophthalmology，1995，102：1071～6.
14 Wells JA，et al.Eye 1996，10：597.
15 Christmas NJ，et al.Ophthalmology，1995，102：263～71.
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16 Smiddy WE，et al.Am J Ophthalmol，1989；107：577～580.
17 森圭介，他.临眼，1995，49：1310～1315.
18 Eric Ezra，et al.Arch Ophthalmol，1997，115：1279.
19 Sheta SM，et al.Am J Ophthalmol，1990，129：28.
20 Garcia-Arumi J，et al.XIXth meeting of the Club Jules Gonin，Versailles，1994.
21 Gaudric A.Graefe s Arch Clin Exp Ophthalmol，1995，223.549.
22 Blumenkranz MS，et al.Ophthalmology，1994，101：69.
23 Wendel RT，et al.Ophthalmology，1993，100：1677.
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