乙型肝炎病毒变异及其与临床肝病的关系
作者：于乐成 顾长海
单位：中国人民解放军第三军医大学西南医院全军传染病中心 重庆市 400038
关键词：乙型肝炎病毒；肝炎，乙型；肝疾病
中国图书馆分类号 R 512中国图书馆分类号 R 512.62
Subject headings hepatitis B virus; hepatitis B; liver diseases
乙型肝炎病毒(HBV)的每一个基因区和每一种病毒蛋白均可发生突变，病毒藉此可达到“诊断逃避(diagnosis escape)”、“免疫逃避(immune escape)”、“疫苗逃避(vaccine escape)”和“抗病毒治疗逃避(antiviral therapy escape)”等目的，使针对HBV的病原学检测结果多样化，HBV相关性肝病的临床经过复杂化，抗HBV治疗困难化[1]. 近年来有关HBV变异及其与临床关系的研究取得不少新的进展，现综述如下.
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1 S基因区和P基因区变异
1.1 S基因区变异 S基因区包括前S1基因、前S2基因及S基因，分别编码前S1蛋白、前S2蛋白及主蛋白. 前S1蛋白含有数个能影响HBsAg分泌的调节序列，新近证实第63～67氨基酸(AA)或第83～87AA的删除可下调HBsAg的分泌率，C末端17个AA的突变也将抑制病毒颗粒释放；前S1蛋白第21～47AA是HBV与靶细胞上特异受体结合的主要部位，但第3～77AA均参与HBV感染靶细胞的过程，第78～87AA的删除则不影响HBV的感染性[2]. 前S2蛋白N末端的5个AA是自被感染细胞内分泌完整病毒颗粒所必需的，而其余大部分序列对病毒的分泌和感染性均属非必需[3]. HBV-DNA第3055核苷酸(nt)约相当于前S1起始码下游第230碱基，可突变形成终止码，并影响前S2起始码，这种突变可能是HBV逃避干扰素治疗和宿主免疫清除的一种方式. HBV-DNA第2995～3177nt位于前S开放读码框(ORF)内，其缺失可削弱前S的免疫性，但仍能保留与肝细胞的结合位点，故有利于HBV逃避免疫攻击，形成慢性携带状态.
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在HBsAg家族中，大蛋白、中蛋白、主蛋白的比值一般约30∶20∶50. 前S1/ S2基因的多种变异可使中蛋白合成减少和(或)大蛋白合成阻遏作用减弱，导致大蛋白比例升高. 大蛋白过多对肝细胞有毒性作用，并使肝细胞对炎性因子的损伤更为敏感[4]. HBsAg转阴并不总是预后良好，相当比例HBsAg(-)、抗HBs(+/ -)的患者体内仍可检出HBV-DNA，可能原因有：①HBsAg滴度低，常规方法不能检出；②HBsAg隐匿于HBsAg/ 抗HBs复合物中；③病毒整合后S基因替代突变、缺失或重排；④HBV变异株产生HBsAg缺陷，抗原性与免疫原性改变[5]. S基因突变株至少见于：①HBsAg(-)的HBV感染者；②HBsAg(+)母亲所生婴儿用乙肝疫苗免疫失败者；③原位肝移植受者免疫预防再感染失败者[6].
HBsAg第99～169AA即所谓能刺激中性抗体产生的“a”决定簇. 在用高效价乙肝免疫球蛋白(HBIG)预防HBV再感染的原位肝移植受者体内检出的S突变株，约1/ 2突变位于“a”决定簇第一环内(124～137AA)，其余主要位于第2环内(138～147AA)，特别是第142，144，145AA三处，包括典型的“疫苗逃避株”145甘氨酸→精氨酸. 这些突变可削弱或改变HBsAg的免疫原性，降低HBsAg被HBIG识别的能力；撤除HBIG后又可回复到野生型，高度提示这些突变是长期免疫压力筛选的结果[7]. Jongerius et al[8]在一例HBsAg、抗HBs均阴性但抗HBe，抗HBc，HBV-DNA阳性的长期献血者中发现，“a”决定族区发生129谷氨酰胺→精氨酸、133蛋氨酸→苏氨酸突变，既提示它们与HBV慢性感染相关，也说明仅用一种方法筛选献血者是不安全的.
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1.2 P基因区变异 P基因区编码HBV DNA聚合酶(DNAP)，其自然突变率与逆转录病毒gag基因相近，每年约为2×10-4碱基/ 位点. 第2798ntA→C可使DNAP中的一个脯氨酸由苏氨酸取代，导致HBV复制缺陷. 近年来临床上已逐渐推广使用胞苷类似物拉咪呋啶(lamivudine)、鸟苷类似物华美可维(famciclovir)等药物抗HBV治疗，它们的作用靶位主要是DNAP，通过与底物dNTP竞争结合位点以抑制HBV的逆转录和复制. 这些药物易引起DNAP多处位点发生突变. DNAP催化中心核苷酸结合位区存在高度保守的“酪氨酰(Y)、蛋氨酰(M)、天冬氨酰(D)”特殊结构性序列(YMDD Motif)，是DNAP发挥催化活性所必需的关键性结构. 核苷类药物抗病毒治疗时，YMDD中M易突变为异亮氨酸(I)或缬氨酸(V)；这两种突变虽使病毒复制水平有所下降，但对所用药物产生耐受，仍能持续复制并致病[9，10].
1.3 S基因区和P基因区变异的相互影响 S基因区完全重叠于P基因区内，特别是HBsAg“a”决定簇区和DNAP致第454～524AA(系主要催化活性区)相重叠. 与拉咪呋啶等抗病毒药相关的DNAP的突变至少可致HBsAg中5处AA改变，即157丙氨酸→天冬氨酸、164谷氨酸→天冬氨酸、195组氨酸→蛋氨酸、196色氨酸→丝氨酸/ 亮氨酸、210丝氨酸→精氨酸；前二者分别对应于DNAP之512苯丙氨酸→亮氨酸、519缬氨酸→亮氨酸，且均位于HBsAg“a”决定簇区(主要亲水区)，提示可致“中和逃避(neutralization escape)”；HBsAg中195，196两处突变则对应于DNAP YMDD中M→V/ I突变，但结构模型显示此两位点包埋于脂质膜中，故对HBsAg的抗原性影响可能不大[6].
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2 C基因区突变
2.1 C基因区调控序列的变异 C基因区中前C和C基因上游的调控序列包括基本C区启动子(basal core promoter, BCP)、核心上游调节序列(core upstream regulatory sequence, CURS)、负调节元件(negative regulatory element, NRE)等. BCP可启动前C mRNA和C mRNA的转录，CURS能定向调节BCP的活性，NRE可抑制或取消CURS的这种活性[11]. 这些序列均可发生变异；最重要、最常见的突变是BCP中的1762nt A→T，1764nt G→A，两者常同时出现，可能与活动性肝炎、肝硬变、肝癌、急性肝衰竭等均相关，在后者又常合并1653nt C→T. 体外试验显示这三处联合突变可明显减少前C mRNA及HBeAg的产生[12]. T1762 A1764变异很少在急性肝炎中检出，而主要出现于慢性感染过程中，可能是宿主免疫筛选的结果[13]. T1762突变亦多出现于HBeAg/ 抗HBe血清学转换时，可作为判断HBeAg(+)的免疫耐受者发生免疫激活的指标，以及干扰素治疗时选择合适病例的一个依据[14].
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2.2 前C基因突变 前C基因亦可发生多处位点突变，经典的突变是1896nt G→A，可使前C区第28密码子TGG(色氨酸)转变为终止码TAG，导致前C蛋白翻译中断，HBeAg不能产生；前C起启码亦可发生突变而不能启动HBeAg合成. 上述变异可发于干扰素治疗后，提示可能有助于HBV逃避免疫攻击形成慢性感染状态. 新近Kramvis et al[15]报道肝癌患者体内HBV前C基因可发生替代、插入、缺失等多种类型的突变，其中1862nt G→T出现频率较高，它位于HBV-DNA加帽信号区的突出处，可破坏HBV-DNA的复制和(或)信号肽的水解，导致HBeAg(-). 病毒复制受到干扰后，有可能提高HBV-DNA整合入宿主染色体的能力，从而致癌.
Ehata et al[16]认为，前C突变可作为判断HBeAg→抗HBe血清学转换的一个指标；前C突变先于抗HBe(+)出现者，可能是干扰素等药物诱导的转换，反之则可能是自然转换. 在抗HBe→HBeAg逆转换者的血清中只测及HBV野生株.
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2.3 C基因突变 C基因可发生多位点多种类型的突变，是HBV感染慢性化、肝细胞损伤加重的重要原因. 它有3个突变集中区域：①第48～60AA；②第84～101AA，其中第87～97AA更是一变异热点；③第147～155AA，此处系前体蛋白处理位点，相应的DNA序列发生错义突变或出现终止码将减少病毒蛋白的产生和分泌. Cariani et al报道前C基因变异可同时合并前S或S基因变异，不能同时合成HBcAg，前S蛋白等免疫原性蛋白，使HBV更易逃避免疫清除.
C区内部缺失突变(core internal deletion, CID)的HBV自然变异株，可见于约100%的无症状携带者，14%～100%的慢性乙型肝炎患者(香港地区检出率仅7%)，以及肝细胞肝癌、肾移植后免疫抑制者，但很少在急性肝炎患者中检出. CID株有如下特点：①缺失多发生于C区第80～120AA，一般不波及与C区有部分重叠的ORF-P；②各变异株确切的终止点和大小有所不同；③读码框内的突变远多于读码框外；④常与含有全长C基因区的HBV株共存；⑤常与一强有力的MHC-Ⅰ和Ⅱ类限制性T细胞表位一致，并可妨碍HBcAg多聚化；某些CID株合成的缺陷性C蛋白在体内似乎很不稳定，合成后可能很快降解，甚至来不及作为靶抗原被呈递. 新近Yuan et al[17]发现两种CID株能产生正常的DNAP，但未测及相应的HBcAg和HBeAg；其复制缺陷可被野生型核心蛋白通过反式作用得到补偿. 由于HBcAg是CTL攻击的主要靶抗原，所以CID株可能具有免疫逃避能力. CID株似也具有感染性.
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3 X基因区变异
Moriyama et al[18]在体外试验中发现HBV-DNA第1763～1770nt和1753～1772nt的删除，均可使ORF-X读码提前终止；在HepG2细胞中，这两种变异株产生HBsAg，HBcAg，HBeAg均下降，但DNA水平与野生株相仿或稍高，提示病毒复制能力变化不大；将后一变异株与少量完整的X基因共转染细胞，则HBcAg产量比单纯变异株多3倍. 但Cabrerizo et al[19]报道HBV ORF-X变异可能也是某些患者体内HBV DNA水平较低、病毒生化活性减弱的一个原因. 这些结果有相矛盾之处，可能因为：①体内外环境不同；②变异位点和种类不同；③ORF-X/ C基因区调控序列重叠处的变异，如前述T1762 A1764等，对所属不同基因区的影响相异.
HBxAg也可能成为致敏CTL攻击的靶抗原，患者血清中可溶性HBxAg相关多肽可调节CTL对靶细胞的免疫识别，因此ORF-X变异可能亦不利于清除HBV. 另一方面，HBxAg是一种强力反式激活因子，可通过多种途径促发肝细胞癌变，ORF-X变异后对HBxAg的这种功能将产生何种影响，值得关注.
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总之，人们对HBV变异及其在多种HBV相关性肝病发生、发展中的作用不断取得新的认识，必将有助于对这些疾病的防治.
通讯作者 于乐成
4 参考文献
1 Blum HE. Hepatitis virus: genetic variants and clinical significance. Int J Clin Lab Res, 1997;27:213-214
2 Seyec JL, Chouteau P, Cannie I, Guillouzo GC, Gripon P. Infection process of the hepatitis B virus depends on the presence of a defined sequence in the pre-S1 Domain. J Virol, 1999;73:2052-2057
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3 Seyec JL, CHouteau P, Cannie I, Guillouzo GC, Gripon P. Role of the pre-S2 domain of the Large envelope protein in hepatitis B virus assembly and infectivity. J Virol, 1998;72:5573-5578
4 张瑞，顾长海，张绪清，赵秋敏，王海涛. HBV前S1/ S2基因变异所致大、中、小蛋白的比例变化与肝损伤的关系. 中华肝脏病杂志，1999；7：146-148
5 Huo T, Wu JC, Lee PC, Chau GY, Lui WY, Tsay SH, Ting LT, Chang FY, Lee SD. Sero-clearance of HBsAg in chronic carriers does not necessarily imply a good prognosis. Hepatology, 1998;28:231-236
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6 Locarnini SA. Hepatitis B virus surface antigen and polymerase gene variants: potential virological and clinical significance. Hepatology, 1998;27:294-297
7 Ghany MG, Ayola B, Villamil FG, Gish RG, Rojter S, Vierling JM, Lok ASE. Hepatitis B virus s mutants in liver transplant recipients who were reinfected despite hepatitis B immune globulin prophylaxis. Hepatology, 1998;27:213-222
8 Jongerius JM, Wester M, Cuypers HT, Van Oostenro WR, Lelie PN, Vander Poel CL, Van Leeuwen EF. New hepatitis B virus mutant form in a blood donor that is undetectable in several hepatitis B surface antigen screening assays. Transfusion, 1998;38:56-59
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9 Ono-Nita SK, Kato N, Shiratori Y, Masaki T, Lan KH, Carriho FJ, Omata M. YMDD motif in hepatitis B virus DNA polymerase influences on replication and lamivudine resistance: a study by in vitro full-length viral DNA transfection. Hepatology, 1999;29:939-945
10 Ling R, Harrison TJ. Functional analysis of mutations conferring lamivudine resistance on hepatitis B virus. J Gen Virol, 1999;80(pt3):601-606
11 Lo WY, Ting LP. Repression of enhancer Ⅱ activity by a negative regulatory element in the hepatitis B virus genome. J Virol, 1994;68:1758-1764
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12 Gunther S, Piwon N, Will H. Wild-type levels of pregenomic RNA and replication but reduced pre-c RNA and e-antigen synthesis of hepatitis B virus with C(1653)→T, A(1762)→T and G(1764)→A mutations in the core promoter. J Gen Virol, 1998;79(pt2):375-378
13 郭亚兵，戴炜，卢桥生，侯金林，冯筱容，骆抗先. 重型乙型肝炎病毒C基因启动子变异. 中华传染病杂志，1999；17：108-110
14 Lindh M, Gustavson C, Mardberg K, Norkrans G, Dhillon AP, Horal P. Mutation of nucleotide 1762 in the core promoter region during hepatitis B e seroconversion and its relation to liver damage in hepatitis B e antigen carriers. J Med Virol, 1998;55:185-190
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15 Kramvis A, Kew MC, Bukofzer S. Hepatitis B virus precore mutants in serum and liver of southern african blacks with hepatocellular carcinoma. J Hepatol, 1998;28:132-141
16 Ehata T, Yokosuka O, Imazeki F, Omata M. Point mutation in precore region of hepatitis B virus: sequential changes from "wild" to "mutant". J Gastroenterol Hepatol, 1996;11:566-574
17 Yuan TT, Lin MH, Qiu SM, Shih C. Functional characterization of naturally occurring variants of human hepatitis B virus containing the core internal deletion mutation. J Virol, 1998;72:2168-2176
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18 Moriyama K. Reduced antigen production by hepatitis B virus harbouring nucleotide deletions in the overlapping X gene and precore promoter. J Gen Virol, 78(pt6):1479-1486
19 Cabrerizo M, Bartolome J, Ingo ER, Lopez-Alcorocho JM, Cotonat T. Analysis of the hepatitis B virus precore and ORF-X sequences in patients with antibody to hepatitis B e antigen with and without normal ALT levels. J Med Virol, 1998;56:294-299
收稿日期 1999-09-22, 百拇医药
单位：中国人民解放军第三军医大学西南医院全军传染病中心 重庆市 400038
关键词：乙型肝炎病毒；肝炎，乙型；肝疾病
中国图书馆分类号 R 512中国图书馆分类号 R 512.62
Subject headings hepatitis B virus; hepatitis B; liver diseases
乙型肝炎病毒(HBV)的每一个基因区和每一种病毒蛋白均可发生突变，病毒藉此可达到“诊断逃避(diagnosis escape)”、“免疫逃避(immune escape)”、“疫苗逃避(vaccine escape)”和“抗病毒治疗逃避(antiviral therapy escape)”等目的，使针对HBV的病原学检测结果多样化，HBV相关性肝病的临床经过复杂化，抗HBV治疗困难化[1]. 近年来有关HBV变异及其与临床关系的研究取得不少新的进展，现综述如下.
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1 S基因区和P基因区变异
1.1 S基因区变异 S基因区包括前S1基因、前S2基因及S基因，分别编码前S1蛋白、前S2蛋白及主蛋白. 前S1蛋白含有数个能影响HBsAg分泌的调节序列，新近证实第63～67氨基酸(AA)或第83～87AA的删除可下调HBsAg的分泌率，C末端17个AA的突变也将抑制病毒颗粒释放；前S1蛋白第21～47AA是HBV与靶细胞上特异受体结合的主要部位，但第3～77AA均参与HBV感染靶细胞的过程，第78～87AA的删除则不影响HBV的感染性[2]. 前S2蛋白N末端的5个AA是自被感染细胞内分泌完整病毒颗粒所必需的，而其余大部分序列对病毒的分泌和感染性均属非必需[3]. HBV-DNA第3055核苷酸(nt)约相当于前S1起始码下游第230碱基，可突变形成终止码，并影响前S2起始码，这种突变可能是HBV逃避干扰素治疗和宿主免疫清除的一种方式. HBV-DNA第2995～3177nt位于前S开放读码框(ORF)内，其缺失可削弱前S的免疫性，但仍能保留与肝细胞的结合位点，故有利于HBV逃避免疫攻击，形成慢性携带状态.
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在HBsAg家族中，大蛋白、中蛋白、主蛋白的比值一般约30∶20∶50. 前S1/ S2基因的多种变异可使中蛋白合成减少和(或)大蛋白合成阻遏作用减弱，导致大蛋白比例升高. 大蛋白过多对肝细胞有毒性作用，并使肝细胞对炎性因子的损伤更为敏感[4]. HBsAg转阴并不总是预后良好，相当比例HBsAg(-)、抗HBs(+/ -)的患者体内仍可检出HBV-DNA，可能原因有：①HBsAg滴度低，常规方法不能检出；②HBsAg隐匿于HBsAg/ 抗HBs复合物中；③病毒整合后S基因替代突变、缺失或重排；④HBV变异株产生HBsAg缺陷，抗原性与免疫原性改变[5]. S基因突变株至少见于：①HBsAg(-)的HBV感染者；②HBsAg(+)母亲所生婴儿用乙肝疫苗免疫失败者；③原位肝移植受者免疫预防再感染失败者[6].
HBsAg第99～169AA即所谓能刺激中性抗体产生的“a”决定簇. 在用高效价乙肝免疫球蛋白(HBIG)预防HBV再感染的原位肝移植受者体内检出的S突变株，约1/ 2突变位于“a”决定簇第一环内(124～137AA)，其余主要位于第2环内(138～147AA)，特别是第142，144，145AA三处，包括典型的“疫苗逃避株”145甘氨酸→精氨酸. 这些突变可削弱或改变HBsAg的免疫原性，降低HBsAg被HBIG识别的能力；撤除HBIG后又可回复到野生型，高度提示这些突变是长期免疫压力筛选的结果[7]. Jongerius et al[8]在一例HBsAg、抗HBs均阴性但抗HBe，抗HBc，HBV-DNA阳性的长期献血者中发现，“a”决定族区发生129谷氨酰胺→精氨酸、133蛋氨酸→苏氨酸突变，既提示它们与HBV慢性感染相关，也说明仅用一种方法筛选献血者是不安全的.
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1.2 P基因区变异 P基因区编码HBV DNA聚合酶(DNAP)，其自然突变率与逆转录病毒gag基因相近，每年约为2×10-4碱基/ 位点. 第2798ntA→C可使DNAP中的一个脯氨酸由苏氨酸取代，导致HBV复制缺陷. 近年来临床上已逐渐推广使用胞苷类似物拉咪呋啶(lamivudine)、鸟苷类似物华美可维(famciclovir)等药物抗HBV治疗，它们的作用靶位主要是DNAP，通过与底物dNTP竞争结合位点以抑制HBV的逆转录和复制. 这些药物易引起DNAP多处位点发生突变. DNAP催化中心核苷酸结合位区存在高度保守的“酪氨酰(Y)、蛋氨酰(M)、天冬氨酰(D)”特殊结构性序列(YMDD Motif)，是DNAP发挥催化活性所必需的关键性结构. 核苷类药物抗病毒治疗时，YMDD中M易突变为异亮氨酸(I)或缬氨酸(V)；这两种突变虽使病毒复制水平有所下降，但对所用药物产生耐受，仍能持续复制并致病[9，10].
1.3 S基因区和P基因区变异的相互影响 S基因区完全重叠于P基因区内，特别是HBsAg“a”决定簇区和DNAP致第454～524AA(系主要催化活性区)相重叠. 与拉咪呋啶等抗病毒药相关的DNAP的突变至少可致HBsAg中5处AA改变，即157丙氨酸→天冬氨酸、164谷氨酸→天冬氨酸、195组氨酸→蛋氨酸、196色氨酸→丝氨酸/ 亮氨酸、210丝氨酸→精氨酸；前二者分别对应于DNAP之512苯丙氨酸→亮氨酸、519缬氨酸→亮氨酸，且均位于HBsAg“a”决定簇区(主要亲水区)，提示可致“中和逃避(neutralization escape)”；HBsAg中195，196两处突变则对应于DNAP YMDD中M→V/ I突变，但结构模型显示此两位点包埋于脂质膜中，故对HBsAg的抗原性影响可能不大[6].
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2 C基因区突变
2.1 C基因区调控序列的变异 C基因区中前C和C基因上游的调控序列包括基本C区启动子(basal core promoter, BCP)、核心上游调节序列(core upstream regulatory sequence, CURS)、负调节元件(negative regulatory element, NRE)等. BCP可启动前C mRNA和C mRNA的转录，CURS能定向调节BCP的活性，NRE可抑制或取消CURS的这种活性[11]. 这些序列均可发生变异；最重要、最常见的突变是BCP中的1762nt A→T，1764nt G→A，两者常同时出现，可能与活动性肝炎、肝硬变、肝癌、急性肝衰竭等均相关，在后者又常合并1653nt C→T. 体外试验显示这三处联合突变可明显减少前C mRNA及HBeAg的产生[12]. T1762 A1764变异很少在急性肝炎中检出，而主要出现于慢性感染过程中，可能是宿主免疫筛选的结果[13]. T1762突变亦多出现于HBeAg/ 抗HBe血清学转换时，可作为判断HBeAg(+)的免疫耐受者发生免疫激活的指标，以及干扰素治疗时选择合适病例的一个依据[14].
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2.2 前C基因突变 前C基因亦可发生多处位点突变，经典的突变是1896nt G→A，可使前C区第28密码子TGG(色氨酸)转变为终止码TAG，导致前C蛋白翻译中断，HBeAg不能产生；前C起启码亦可发生突变而不能启动HBeAg合成. 上述变异可发于干扰素治疗后，提示可能有助于HBV逃避免疫攻击形成慢性感染状态. 新近Kramvis et al[15]报道肝癌患者体内HBV前C基因可发生替代、插入、缺失等多种类型的突变，其中1862nt G→T出现频率较高，它位于HBV-DNA加帽信号区的突出处，可破坏HBV-DNA的复制和(或)信号肽的水解，导致HBeAg(-). 病毒复制受到干扰后，有可能提高HBV-DNA整合入宿主染色体的能力，从而致癌.
Ehata et al[16]认为，前C突变可作为判断HBeAg→抗HBe血清学转换的一个指标；前C突变先于抗HBe(+)出现者，可能是干扰素等药物诱导的转换，反之则可能是自然转换. 在抗HBe→HBeAg逆转换者的血清中只测及HBV野生株.
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2.3 C基因突变 C基因可发生多位点多种类型的突变，是HBV感染慢性化、肝细胞损伤加重的重要原因. 它有3个突变集中区域：①第48～60AA；②第84～101AA，其中第87～97AA更是一变异热点；③第147～155AA，此处系前体蛋白处理位点，相应的DNA序列发生错义突变或出现终止码将减少病毒蛋白的产生和分泌. Cariani et al报道前C基因变异可同时合并前S或S基因变异，不能同时合成HBcAg，前S蛋白等免疫原性蛋白，使HBV更易逃避免疫清除.
C区内部缺失突变(core internal deletion, CID)的HBV自然变异株，可见于约100%的无症状携带者，14%～100%的慢性乙型肝炎患者(香港地区检出率仅7%)，以及肝细胞肝癌、肾移植后免疫抑制者，但很少在急性肝炎患者中检出. CID株有如下特点：①缺失多发生于C区第80～120AA，一般不波及与C区有部分重叠的ORF-P；②各变异株确切的终止点和大小有所不同；③读码框内的突变远多于读码框外；④常与含有全长C基因区的HBV株共存；⑤常与一强有力的MHC-Ⅰ和Ⅱ类限制性T细胞表位一致，并可妨碍HBcAg多聚化；某些CID株合成的缺陷性C蛋白在体内似乎很不稳定，合成后可能很快降解，甚至来不及作为靶抗原被呈递. 新近Yuan et al[17]发现两种CID株能产生正常的DNAP，但未测及相应的HBcAg和HBeAg；其复制缺陷可被野生型核心蛋白通过反式作用得到补偿. 由于HBcAg是CTL攻击的主要靶抗原，所以CID株可能具有免疫逃避能力. CID株似也具有感染性.
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3 X基因区变异
Moriyama et al[18]在体外试验中发现HBV-DNA第1763～1770nt和1753～1772nt的删除，均可使ORF-X读码提前终止；在HepG2细胞中，这两种变异株产生HBsAg，HBcAg，HBeAg均下降，但DNA水平与野生株相仿或稍高，提示病毒复制能力变化不大；将后一变异株与少量完整的X基因共转染细胞，则HBcAg产量比单纯变异株多3倍. 但Cabrerizo et al[19]报道HBV ORF-X变异可能也是某些患者体内HBV DNA水平较低、病毒生化活性减弱的一个原因. 这些结果有相矛盾之处，可能因为：①体内外环境不同；②变异位点和种类不同；③ORF-X/ C基因区调控序列重叠处的变异，如前述T1762 A1764等，对所属不同基因区的影响相异.
HBxAg也可能成为致敏CTL攻击的靶抗原，患者血清中可溶性HBxAg相关多肽可调节CTL对靶细胞的免疫识别，因此ORF-X变异可能亦不利于清除HBV. 另一方面，HBxAg是一种强力反式激活因子，可通过多种途径促发肝细胞癌变，ORF-X变异后对HBxAg的这种功能将产生何种影响，值得关注.
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总之，人们对HBV变异及其在多种HBV相关性肝病发生、发展中的作用不断取得新的认识，必将有助于对这些疾病的防治.
通讯作者 于乐成
4 参考文献
1 Blum HE. Hepatitis virus: genetic variants and clinical significance. Int J Clin Lab Res, 1997;27:213-214
2 Seyec JL, Chouteau P, Cannie I, Guillouzo GC, Gripon P. Infection process of the hepatitis B virus depends on the presence of a defined sequence in the pre-S1 Domain. J Virol, 1999;73:2052-2057
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收稿日期 1999-09-22, 百拇医药