人早孕子宫蜕膜催乳素分泌的调节
中国科学院动物研究所计划生育生殖生物学国家重点实验室； 北京 100080 刘疆；刘瑞华；焦丽红；王红**
关键词：人；子宫；蜕膜；催乳素
摘要：子宫内膜蜕膜化对胚泡植入与妊娠维持是非常重要的。为探讨蜕膜化维持的调节机制, 本文研究了妊娠早期人子宫蜕膜细胞催乳素(PRL)分泌的调节。结果表明: (1) 孕酮显著地刺激PRL的分泌。(2) 雌激素的作用与其浓度有关, 生理浓度的雌激素对PRL分泌无明显影响,而高水平的雌激素抑制孕酮的刺激作用。合适的雌孕激素比例对蜕膜化的维持是必要的。(3) RU486明显地抑制PRL的分泌, 故认为孕酮的作用至少是部分通过受体介导的机制。(4) 高浓度的cAMP (≥10-5 mol/L)显著增加PRL的分泌, cAMP信号系统可能在蜕膜化反应中发挥重要作用。
人子宫内膜蜕膜化是人类生殖中胚泡植入与妊娠维持的重要条件之一, 人排卵后无论卵子是否受精, 子宫内膜蜕膜化在月经周期黄体期已经开始, 卵子一旦受精, 子宫内膜蜕膜化将继续发展。实验已证明: 随妊娠进展, 催乳素(prolactin, PRL)的分泌量逐渐增加, 20~25周时达峰值, 以后逐渐下降直至分娩[1]。PRL的合成与分泌是子宫基质细胞蜕膜化的重要指标。
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对于子宫PRL分泌的调节已有不少研究, 早期对啮齿类动物子宫内膜蜕膜化机制的研究和近期人子宫内膜在离体条件下蜕膜化模型的运用, 都表明了孕酮的重要性[2,3]。值得注意的是, 近来人们十分重视子宫内膜微环境变化对孕酮启动与维持蜕膜化反应的影响, 但其作用机制还不清楚。
Huang JR 等[4]报道, 孕酮与其受体结合后可以直接刺激 PRL mRNA 的表达。 Gellersen B 等[5] 的研究认为, 孕酮并不能直接提高PRL的基因表达, 孕酮刺激PRL的分泌要依赖于子宫微环境中激素、生长因子和细胞外基质的水平。 这些存在于蜕膜中的旁分泌和自分泌因子, 与其特异受体结合后, 通过了何种信使和信号转导途径, 尚须深入研究。
本文用人早孕子宫蜕膜细胞离体培养模型, 以蜕膜细胞PRL分泌量为指标, 观察了性类固醇激素对PRL合成与分泌的影响。 通过雌二醇、 RU486和8-Br-cAMP对孕酮促PRL分泌作用的研究, 以期说明妊娠早期人子宫蜕膜细胞PRL合成与分泌的调节机制。
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1材料和方法
1.1 试剂与药品 F12、 DMEM 培养基和胶原酶(collaganase)购自GIBCO; DNaseⅠ、 雌激素、 孕激素、 醋酸甲基孕酮(MPA)、 血管紧张素、 牛血清白蛋白和HEPES均购自Sigma; 胎牛血清为中国医学科学院血液研究所产品; 催乳素放免药盒由北京东雅生物技术研究所提供。
1.2 实验材料 妊娠6~8周的人子宫蜕膜组织取自北京海淀医院妇产科, 在无菌条件下进行操作。去血污后立即放入4℃的FD (F12∶DEME为1∶1)培液中保存。
1.3 人早孕子宫蜕膜细胞培养 蜕膜组织洗净后剪成1 mm3的小块, 用胶原酶(0.1%)消化1.5 h (37℃), 再加入DNase I (0.02%) 继续消化0.5 h。细胞被转移到FD培养液中, 经200目筛网过滤, 去掉组织碎块。用BSA梯度沉降法去除红血球, 再经400目筛网过滤去掉大部分腺体细胞。 将所得细胞加入适量FD培液, 记数后种于24孔培养板上, 每孔2×105 个细胞。培养液为含5% 胎牛血清的FD, 置于37℃, 5% CO2培养箱中, 待细胞贴壁且生长良好后, 换无血清培液, 24 h后用于实验。给药后每2天换1次培液, 存于-20℃, 用于测定PRL的含量。
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1.4 PRL的测定 用放射免疫法测PRL的含量, 测定的批内误差为CV<5%, 批间误差CV<10%, 灵敏度≤15 μIU/ml, 标准曲线范围为125~2?000 μIU/ml。 实验中样品的测定浓度掌握在250~1?000 μIU/ml之间, 以保证所测数据的准确性。
1.5 统计学方法 实验结果以平均值±标准误表示(x±sx), 不同药物处理组之间的差异用t检验法鉴定, P<0.05为有显著性差异, P<0.01为有极显著性差异。
2结果
2.1生理浓度雌、 孕激素对PLR分泌的影响
细胞分为2组, 一组给予10-7 mol/L孕酮, 另一组给予10-9 mol/L雌二醇。结果如图1所示: 孕酮组加药2 d后, PRL分泌量开始增加, 6 d后显著升高, 与对照组比有显著性差异(P<0.05)。雌二醇组PRL分泌量于加药后6 d稍有降低, 但与对照组相比无显著性差异。
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2.2雌激素对孕酮促蜕膜化反应的抑制
细胞随机分为5组, 均给予10-7 mol/L孕酮, 1组作为对照, 其余4组分别加入10-9、 10-7 、 10-6 和10-5 mol/L雌二醇。结果表明: 10-9 mol/L雌二醇对孕酮促PRL分泌没有明显影响, 10-6、 10-5 mol/L雌二醇明显抑制PRL的分泌, 与对照组相比有极显著差异(P<0.01), 雌二醇抑制孕酮促PRL分泌的剂效关系。
醋酸甲基孕酮(medroxyprogesterone acetate, MPA)是孕酮的类似物, 在体内代谢较慢, 作用维持时间较孕酮长。 细胞在含10-6 mol/L MPA的培液中培养2 d后, 给予10-6 mol/L RU486。结果表明: 加入RU486后的第2天, PRL的分泌量已显著降低(P<0.01), 并随培养时间延长继续下降。
2.4cAMP对PRL分泌的调节
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细胞随机分为6组, 一组为对照组, 其余各组分别加入不同浓度的cAMP类似物8-Br-cAMP (10-8~10-4 mol/L)。结果表明: 10-5、 10-4 mol/L 8-Br-cAMP对PRL的分泌有极显著的刺激作用, 与对照组相比有极显著性差异(P<0.01)(图4)。将10-4 mol/L 8-Br-cAMP组不同时间PRL的分泌量作曲线分析, 可见PRL分泌量随培养时间延长而增加。加药后第2天已有显著增加(P<0.05), 到第4天时有极显著差异(P<0.01), 随后略有下降, 但仍显著高于对照组(P<0.05)。
3讨论
研究人子宫内膜蜕膜化的机制, 多采用子宫内膜细胞离体培养模型[3]。本研究运用庄临之等人建立的人早孕子宫蜕膜细胞离体培养模型, 经400目筛网过滤, 基质细胞可达90%。 实验前, 细胞在无血清条件下至少培养24 h, 以排除血清中激素等的影响, 这是研究蜕膜化反应深入与维持的一个较好的实验模型。妊娠早期子宫PRL主要由蜕膜化的基质细胞合成。 Markoff E等人的实验证明[6], 子宫蜕膜细胞与垂体PRL生成细胞不同,PRL在蜕膜细胞合成后立即释放出来,因此测定培养液中PRL的含量,可反应子宫蜕膜细胞合成与分泌PRL的能力。
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本研究首先模拟妊娠早期生理浓度的激素水平, 观察了雌、 孕激素各自对PRL分泌的作用。结果表明: 单独给予孕酮, 能显著地刺激PRL的分泌, 这与许多研究者在子宫内膜细胞模型上的结果一致。只有当孕酮存在时, 蜕膜化的基质细胞才能合成PRL, 孕酮诱导的基质细胞蜕膜化反应与PRL分泌能力的增加相平行[1]。
实验还观察到单独给予10-9 mol/L雌二醇对PRL的分泌无明显影响。Daly DC等人[7]采用增殖期子宫内膜体外蜕膜化模型, 证明了生理浓度的雌二醇明显地抑制孕酮的作用, 结果的差异可能与所用实验模型不同有关。
为深入了解雌二醇对孕酮促PRL分泌的影响, 本研究还观察了不同浓度雌二醇的作用。结果表明, 高浓度的雌二醇可抑制孕酮的促蜕膜化效应, 加入10-5和10-6 mol/L雌二醇使孕酮促PRL分泌作用完全抑制。早孕期间, 母血中孕酮浓度比雌二醇约高两个数量级, 这一结果提示我们, 适当的雌、 孕激素比例对蜕膜化反应的维持十分重要, 增加雌激素的比例将导致蜕膜化反应减弱。有研究报道, 雌二醇可以上调子宫雌、 孕激素受体, 孕酮则下调子宫雌、 孕激素受体[8], 这样看来, 雌激素对孕酮促PRL分泌的抑制作用似乎不是通过受体介导的, 因为孕酮受体数量与亲和力增加, 不能提高孕酮的促蜕膜化作用。近来研究表明, 孕酮受体有PRA和PRB两种, PRA可抑制PRB的作用[9], 细胞对孕酮的反应性和两者的比例有关。有证据表明[10]蜕膜细胞中表达的孕酮受体为PRA,而雌激素主要刺激PRB升高,因此有理由推测,雌激素对孕酮效应的抑制是通过改变细胞孕酮受体表达的比例实现的。
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为探讨受体介导机制在孕酮调节PRL方面的作用, 我们观察了RU486对基质细胞PRL合成与分泌的影响。结果看到, RU486对基质细胞PRL分泌有极显著抑制效应, 第6天时PRL的分泌量约为给药前的1/8。 RU486是一种孕酮受体阻断剂， 这个结果说明, 孕酮调节子宫内膜蜕膜化反应和刺激PRL的分泌, 至少是部分地通过了受体介导的机制。
近来有学者提出, 孕酮的促蜕膜化反应是通过调节蜕膜局部产生的生长因子与细胞外基质如: EGF、 IGF、 IGFBP-1、 laminin、 fibronectin等再作用到基质细胞膜上的受体, 激活第二信号系统而起作用的, 但目前仍不清楚哪些第二信使介导这一作用[11~13]。cAMP是细胞内重要的第二信使分子, 本研究观察了cAMP对 PRL分泌的影响。我们的实验结果表明, cAMP极显著的刺激基质细胞PRL的分泌, 对子宫蜕膜化反应有促进作用。实验结果还显示, cAMP作用的潜伏期明显短于孕酮, 给予cAMP后第二天细胞PRL分泌量就显著增加, 而孕酮作用6 d后PRL分泌才显著上升。Mizuno K等人[14]在人子宫内膜体外蜕膜化模型中也观察到cAMP作用的这一特点, 并提出对PRL分泌的调节中存在由cAMP介导的独立于孕酮的信号机制。实验中, 我们虽然没有测定基质细胞内cAMP的浓度, 但是, cAMP作为第二信使, 必须有外源信号刺激才能合成。 Brar AK等人[15]的实验证明, 孕酮诱导的蜕膜化过程中伴有细胞内cAMP浓度的升高。可见, cAMP是作为孕酮调节的子宫基质细胞旁分泌与自分泌因子的第二信使, 在刺激基质细胞分化和 PRL分泌的调节中发挥作用, 这可能是孕酮起始和维持子宫蜕膜化的一条更为重要的途径。
, 百拇医药
参考文献
[1]Wu WX，Brooks J, Glasier AF et al. The relationship between decidualization and prolactin mRNA and production at different stages of human pregnancy. J Mol Endocrinol, 1991, 14: 255~261.
[2]Ohta Y. Deciduoma formation in rats overiectomized at different ages. Biol Reprod, 1979, 27: 308~311.
[3]Daly DC, Maslar IA, Riddick DH. Prolactin production during in vitro decidualization of proliferative endometrium. Am J Obstet Gynecol, 1983, 145: 672~678.
, http://www.100md.com
[4]Huang JR, Tseng L, Bischof P et al. Regulation of prolactin production by progestin, estrogen, and relaxin in human endometrial stromal cells. Endocrinology, 1987, 121: 2011~2017.
[5]Gellersen B, Kempf R, Telgmann R. Nonpituitary human prolactin gene transcription is independent of pit-1 and differentially controlled in lymphocytes and in endometrial stroma. Mol Endoc, 1994, 8: 356~373.
[6]Markoff E, Barry S, Handwerger S. Influence of osmolality and ionic environment on the secretion of prolactin by human decidua in vitro. J Endocr, 1982, 92: 103~110.
, 百拇医药
[7]Daly DC, Maslar IA, Riddick DH. Prolactin production during in vitro decidualization of proliferative endometrium. Am J Obstet Gynecol, 1983, 145 (6): 672~678.
[8]Padayachi T, Pegoraro RJ, Hofmeyr J et al. Decreased concentrations and affinities of oestrogen and progesterone receptors of intrauterine tissue in human pregnancy. J Steroid Biochem, 1987, 26 (4): 473~479.
[9]Vegeto E, Shabaz MM, Wen DX et al. Human progesterone receptor A form is a cell- and promoter- specific repressor of human progesterone receptor B function. Mol Endocrinol, 1993, 1244~1255.
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[10]Wang H, Caritchly HO, Kelly RW et al. Progesterone receptor subtype B is differentially regulated in human endometrial stroma. Mol Hum Reprod, 19984, (4): 407~412.
[11]Thrailkill KM, Golander A, Underwood LE et al. Insulin-like growth factor 1 stimulates the synthesis and release of prolactin from human decidual cells. Endocrinology, 1988, 123: 2930~2934.
[12]Handwerger S, Markoff E, Richards R. Regulation of the synthesis and release of decidual prolactin by placental and autocrine/paracrine factors. Placenta, 1991, 12: 121~130.
, 百拇医药
[13]Jonathan TB, Mershon TJ, Allen DL et al. Extrapituitary prolactin: distribution, regulation, function, and clinical aspects. Endocr Rev, 1996, 17 (6): 639~669.
[14]Mizuno K, Tanaka T, Umesaki N et al. Establishment and characterization of in vitro decidualization in normal human endometrial stromal cells. Osaka City Med J, 1998, 44 (1): 105~115.
[15]Brar AK, Frank GR, Kessler CA et al. Progesterone-dependent decidualization of the human endocrinetrium is mediated by cAMP. Endocrine, 1997, 6 (3): 301~307., 百拇医药
关键词：人；子宫；蜕膜；催乳素
摘要：子宫内膜蜕膜化对胚泡植入与妊娠维持是非常重要的。为探讨蜕膜化维持的调节机制, 本文研究了妊娠早期人子宫蜕膜细胞催乳素(PRL)分泌的调节。结果表明: (1) 孕酮显著地刺激PRL的分泌。(2) 雌激素的作用与其浓度有关, 生理浓度的雌激素对PRL分泌无明显影响,而高水平的雌激素抑制孕酮的刺激作用。合适的雌孕激素比例对蜕膜化的维持是必要的。(3) RU486明显地抑制PRL的分泌, 故认为孕酮的作用至少是部分通过受体介导的机制。(4) 高浓度的cAMP (≥10-5 mol/L)显著增加PRL的分泌, cAMP信号系统可能在蜕膜化反应中发挥重要作用。
人子宫内膜蜕膜化是人类生殖中胚泡植入与妊娠维持的重要条件之一, 人排卵后无论卵子是否受精, 子宫内膜蜕膜化在月经周期黄体期已经开始, 卵子一旦受精, 子宫内膜蜕膜化将继续发展。实验已证明: 随妊娠进展, 催乳素(prolactin, PRL)的分泌量逐渐增加, 20~25周时达峰值, 以后逐渐下降直至分娩[1]。PRL的合成与分泌是子宫基质细胞蜕膜化的重要指标。
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对于子宫PRL分泌的调节已有不少研究, 早期对啮齿类动物子宫内膜蜕膜化机制的研究和近期人子宫内膜在离体条件下蜕膜化模型的运用, 都表明了孕酮的重要性[2,3]。值得注意的是, 近来人们十分重视子宫内膜微环境变化对孕酮启动与维持蜕膜化反应的影响, 但其作用机制还不清楚。
Huang JR 等[4]报道, 孕酮与其受体结合后可以直接刺激 PRL mRNA 的表达。 Gellersen B 等[5] 的研究认为, 孕酮并不能直接提高PRL的基因表达, 孕酮刺激PRL的分泌要依赖于子宫微环境中激素、生长因子和细胞外基质的水平。 这些存在于蜕膜中的旁分泌和自分泌因子, 与其特异受体结合后, 通过了何种信使和信号转导途径, 尚须深入研究。
本文用人早孕子宫蜕膜细胞离体培养模型, 以蜕膜细胞PRL分泌量为指标, 观察了性类固醇激素对PRL合成与分泌的影响。 通过雌二醇、 RU486和8-Br-cAMP对孕酮促PRL分泌作用的研究, 以期说明妊娠早期人子宫蜕膜细胞PRL合成与分泌的调节机制。
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1材料和方法
1.1 试剂与药品 F12、 DMEM 培养基和胶原酶(collaganase)购自GIBCO; DNaseⅠ、 雌激素、 孕激素、 醋酸甲基孕酮(MPA)、 血管紧张素、 牛血清白蛋白和HEPES均购自Sigma; 胎牛血清为中国医学科学院血液研究所产品; 催乳素放免药盒由北京东雅生物技术研究所提供。
1.2 实验材料 妊娠6~8周的人子宫蜕膜组织取自北京海淀医院妇产科, 在无菌条件下进行操作。去血污后立即放入4℃的FD (F12∶DEME为1∶1)培液中保存。
1.3 人早孕子宫蜕膜细胞培养 蜕膜组织洗净后剪成1 mm3的小块, 用胶原酶(0.1%)消化1.5 h (37℃), 再加入DNase I (0.02%) 继续消化0.5 h。细胞被转移到FD培养液中, 经200目筛网过滤, 去掉组织碎块。用BSA梯度沉降法去除红血球, 再经400目筛网过滤去掉大部分腺体细胞。 将所得细胞加入适量FD培液, 记数后种于24孔培养板上, 每孔2×105 个细胞。培养液为含5% 胎牛血清的FD, 置于37℃, 5% CO2培养箱中, 待细胞贴壁且生长良好后, 换无血清培液, 24 h后用于实验。给药后每2天换1次培液, 存于-20℃, 用于测定PRL的含量。
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1.4 PRL的测定 用放射免疫法测PRL的含量, 测定的批内误差为CV<5%, 批间误差CV<10%, 灵敏度≤15 μIU/ml, 标准曲线范围为125~2?000 μIU/ml。 实验中样品的测定浓度掌握在250~1?000 μIU/ml之间, 以保证所测数据的准确性。
1.5 统计学方法 实验结果以平均值±标准误表示(x±sx), 不同药物处理组之间的差异用t检验法鉴定, P<0.05为有显著性差异, P<0.01为有极显著性差异。
2结果
2.1生理浓度雌、 孕激素对PLR分泌的影响
细胞分为2组, 一组给予10-7 mol/L孕酮, 另一组给予10-9 mol/L雌二醇。结果如图1所示: 孕酮组加药2 d后, PRL分泌量开始增加, 6 d后显著升高, 与对照组比有显著性差异(P<0.05)。雌二醇组PRL分泌量于加药后6 d稍有降低, 但与对照组相比无显著性差异。
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2.2雌激素对孕酮促蜕膜化反应的抑制
细胞随机分为5组, 均给予10-7 mol/L孕酮, 1组作为对照, 其余4组分别加入10-9、 10-7 、 10-6 和10-5 mol/L雌二醇。结果表明: 10-9 mol/L雌二醇对孕酮促PRL分泌没有明显影响, 10-6、 10-5 mol/L雌二醇明显抑制PRL的分泌, 与对照组相比有极显著差异(P<0.01), 雌二醇抑制孕酮促PRL分泌的剂效关系。
醋酸甲基孕酮(medroxyprogesterone acetate, MPA)是孕酮的类似物, 在体内代谢较慢, 作用维持时间较孕酮长。 细胞在含10-6 mol/L MPA的培液中培养2 d后, 给予10-6 mol/L RU486。结果表明: 加入RU486后的第2天, PRL的分泌量已显著降低(P<0.01), 并随培养时间延长继续下降。
2.4cAMP对PRL分泌的调节
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细胞随机分为6组, 一组为对照组, 其余各组分别加入不同浓度的cAMP类似物8-Br-cAMP (10-8~10-4 mol/L)。结果表明: 10-5、 10-4 mol/L 8-Br-cAMP对PRL的分泌有极显著的刺激作用, 与对照组相比有极显著性差异(P<0.01)(图4)。将10-4 mol/L 8-Br-cAMP组不同时间PRL的分泌量作曲线分析, 可见PRL分泌量随培养时间延长而增加。加药后第2天已有显著增加(P<0.05), 到第4天时有极显著差异(P<0.01), 随后略有下降, 但仍显著高于对照组(P<0.05)。
3讨论
研究人子宫内膜蜕膜化的机制, 多采用子宫内膜细胞离体培养模型[3]。本研究运用庄临之等人建立的人早孕子宫蜕膜细胞离体培养模型, 经400目筛网过滤, 基质细胞可达90%。 实验前, 细胞在无血清条件下至少培养24 h, 以排除血清中激素等的影响, 这是研究蜕膜化反应深入与维持的一个较好的实验模型。妊娠早期子宫PRL主要由蜕膜化的基质细胞合成。 Markoff E等人的实验证明[6], 子宫蜕膜细胞与垂体PRL生成细胞不同,PRL在蜕膜细胞合成后立即释放出来,因此测定培养液中PRL的含量,可反应子宫蜕膜细胞合成与分泌PRL的能力。
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本研究首先模拟妊娠早期生理浓度的激素水平, 观察了雌、 孕激素各自对PRL分泌的作用。结果表明: 单独给予孕酮, 能显著地刺激PRL的分泌, 这与许多研究者在子宫内膜细胞模型上的结果一致。只有当孕酮存在时, 蜕膜化的基质细胞才能合成PRL, 孕酮诱导的基质细胞蜕膜化反应与PRL分泌能力的增加相平行[1]。
实验还观察到单独给予10-9 mol/L雌二醇对PRL的分泌无明显影响。Daly DC等人[7]采用增殖期子宫内膜体外蜕膜化模型, 证明了生理浓度的雌二醇明显地抑制孕酮的作用, 结果的差异可能与所用实验模型不同有关。
为深入了解雌二醇对孕酮促PRL分泌的影响, 本研究还观察了不同浓度雌二醇的作用。结果表明, 高浓度的雌二醇可抑制孕酮的促蜕膜化效应, 加入10-5和10-6 mol/L雌二醇使孕酮促PRL分泌作用完全抑制。早孕期间, 母血中孕酮浓度比雌二醇约高两个数量级, 这一结果提示我们, 适当的雌、 孕激素比例对蜕膜化反应的维持十分重要, 增加雌激素的比例将导致蜕膜化反应减弱。有研究报道, 雌二醇可以上调子宫雌、 孕激素受体, 孕酮则下调子宫雌、 孕激素受体[8], 这样看来, 雌激素对孕酮促PRL分泌的抑制作用似乎不是通过受体介导的, 因为孕酮受体数量与亲和力增加, 不能提高孕酮的促蜕膜化作用。近来研究表明, 孕酮受体有PRA和PRB两种, PRA可抑制PRB的作用[9], 细胞对孕酮的反应性和两者的比例有关。有证据表明[10]蜕膜细胞中表达的孕酮受体为PRA,而雌激素主要刺激PRB升高,因此有理由推测,雌激素对孕酮效应的抑制是通过改变细胞孕酮受体表达的比例实现的。
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为探讨受体介导机制在孕酮调节PRL方面的作用, 我们观察了RU486对基质细胞PRL合成与分泌的影响。结果看到, RU486对基质细胞PRL分泌有极显著抑制效应, 第6天时PRL的分泌量约为给药前的1/8。 RU486是一种孕酮受体阻断剂， 这个结果说明, 孕酮调节子宫内膜蜕膜化反应和刺激PRL的分泌, 至少是部分地通过了受体介导的机制。
近来有学者提出, 孕酮的促蜕膜化反应是通过调节蜕膜局部产生的生长因子与细胞外基质如: EGF、 IGF、 IGFBP-1、 laminin、 fibronectin等再作用到基质细胞膜上的受体, 激活第二信号系统而起作用的, 但目前仍不清楚哪些第二信使介导这一作用[11~13]。cAMP是细胞内重要的第二信使分子, 本研究观察了cAMP对 PRL分泌的影响。我们的实验结果表明, cAMP极显著的刺激基质细胞PRL的分泌, 对子宫蜕膜化反应有促进作用。实验结果还显示, cAMP作用的潜伏期明显短于孕酮, 给予cAMP后第二天细胞PRL分泌量就显著增加, 而孕酮作用6 d后PRL分泌才显著上升。Mizuno K等人[14]在人子宫内膜体外蜕膜化模型中也观察到cAMP作用的这一特点, 并提出对PRL分泌的调节中存在由cAMP介导的独立于孕酮的信号机制。实验中, 我们虽然没有测定基质细胞内cAMP的浓度, 但是, cAMP作为第二信使, 必须有外源信号刺激才能合成。 Brar AK等人[15]的实验证明, 孕酮诱导的蜕膜化过程中伴有细胞内cAMP浓度的升高。可见, cAMP是作为孕酮调节的子宫基质细胞旁分泌与自分泌因子的第二信使, 在刺激基质细胞分化和 PRL分泌的调节中发挥作用, 这可能是孕酮起始和维持子宫蜕膜化的一条更为重要的途径。
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[1]Wu WX，Brooks J, Glasier AF et al. The relationship between decidualization and prolactin mRNA and production at different stages of human pregnancy. J Mol Endocrinol, 1991, 14: 255~261.
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[3]Daly DC, Maslar IA, Riddick DH. Prolactin production during in vitro decidualization of proliferative endometrium. Am J Obstet Gynecol, 1983, 145: 672~678.
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[5]Gellersen B, Kempf R, Telgmann R. Nonpituitary human prolactin gene transcription is independent of pit-1 and differentially controlled in lymphocytes and in endometrial stroma. Mol Endoc, 1994, 8: 356~373.
[6]Markoff E, Barry S, Handwerger S. Influence of osmolality and ionic environment on the secretion of prolactin by human decidua in vitro. J Endocr, 1982, 92: 103~110.
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[7]Daly DC, Maslar IA, Riddick DH. Prolactin production during in vitro decidualization of proliferative endometrium. Am J Obstet Gynecol, 1983, 145 (6): 672~678.
[8]Padayachi T, Pegoraro RJ, Hofmeyr J et al. Decreased concentrations and affinities of oestrogen and progesterone receptors of intrauterine tissue in human pregnancy. J Steroid Biochem, 1987, 26 (4): 473~479.
[9]Vegeto E, Shabaz MM, Wen DX et al. Human progesterone receptor A form is a cell- and promoter- specific repressor of human progesterone receptor B function. Mol Endocrinol, 1993, 1244~1255.
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[10]Wang H, Caritchly HO, Kelly RW et al. Progesterone receptor subtype B is differentially regulated in human endometrial stroma. Mol Hum Reprod, 19984, (4): 407~412.
[11]Thrailkill KM, Golander A, Underwood LE et al. Insulin-like growth factor 1 stimulates the synthesis and release of prolactin from human decidual cells. Endocrinology, 1988, 123: 2930~2934.
[12]Handwerger S, Markoff E, Richards R. Regulation of the synthesis and release of decidual prolactin by placental and autocrine/paracrine factors. Placenta, 1991, 12: 121~130.
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