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编号:10266072
应用流式细胞仪对脐血细胞免疫学特点的检测
http://www.100md.com 《安徽医科大学学报》 2000年第4期
     作者:何晓东 孙自敏 祝怀平 汪健 翟自敏

    单位:安徽省立医院中心实验室,合肥 230001

    关键词:流式细胞仪;胎血;细胞学;造血干细胞;免疫学

    安徽医科大学学报000418

    摘要 目的 研究脐血造血干/祖细胞和淋巴细胞的免疫学特点以及脐血干/祖细胞含量和细胞抗原特征对骨髓重建造血的影响。方法 收集34份脐血,用流式细胞仪双标法同时检测细胞表面的两种不同抗原。结果 34份脐血平均有核细胞数每份为(12.3±4.3)×108个,CD34+的绝对细胞数每份为(1.98±1.30)×107,其中CD34+ CD38+细胞占CD34+细胞的84.6%±9.1%;脐血淋巴样细胞群体中CD3+表达率为60.50%±11.80%,CD4+为38.66%±11.80%;CD8+为21.70%±6.37%,CD4+/CD8+比值是1.93±0.91;CD8+ CD45RA+细胞占CD8+细胞群体的98.93%±0.36%;CD4+ CD45RA+胞细胞占CD4+细胞的90.96%±6.96%。结论 脐血中干/祖细胞数量可以满足正常体重的成人脐血移植对干/祖细胞的需要。脐血中T淋巴细胞多为功能未成熟细胞,具有较小的抗原反应性,这有利于降低移植中移植物抗宿主反应。
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    中图分类号 R446.63;R329.2;R714.51

    文献标识码 A 文章编号 1000-1492(2000)04-0294-03

    脐血富含优质的造血干/祖细胞,且来源广泛,易于取材,是继骨髓后用于同种异基因干/祖细胞移植的一种新的来源,日益受到人们的关注。据报道,国内外已经成功用脐血移植治疗了近千例各种良、恶性肿瘤患者,但多数应用于儿童。目前,正在探讨单份脐血应用于成人的可能,本文通过测定脐血干/祖细胞以及其免疫细胞的表型,来分析脐血的免疫学特征。

    1 材料和方法

    1.1 脐血及其有核细胞采集 取自健康、正常足月分娩的胎儿脐血。采用密封式采血法。胎儿分娩出立即断脐,碘酒消毒脐静脉穿刺处,行穿刺,使脐血在重力的作用下流入装有28 ml ACD保存液的200 ml容积的无菌采血袋。采集过程中不停地摇晃血袋,充分混匀。采集后,脐血和无菌的6%羟乙基淀粉氯化钠溶液(Fupont Pharma提供)按4∶1的比例完全混匀,在超净无菌台内静置45 min后,弃去下层红细胞,取上层少许细胞悬液,供实验使用。对照组取自健康献血员静脉血,用4.5×104U*L-1的肝素以1∶9抗凝。
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    1.2 抗体标记 用双色免疫荧光标记法检测细胞膜抗原,取对照管和测定管若干支,每管中加入70 μl脐血,在测定管中分别加入以下组合的抗体各20 μl:CD34-FITC/CD38-PE、CD34-FITC/CD45RA-PE、CD4-FTIC/CD8-PE、CD8-FITC/CD45RA-PE、CD3-PE,以上抗体均为IgG1亚型,故其同型对照管为IgG1-FITC/IgG1-PE;另为CDw90-FITC/CD34-PE测定管中,CD34-PE抗体为IgG1+IgG2a+IgG2b亚型,CDw90-FITC抗体为IgG1亚型,其同型对照管为IgG1-FITC/IgG1+IgG2a+IgG2b-PE。混匀后,室温避光反应20~30 min。反应后每管加0.5 ml红细胞裂解,室温反应10 min后,再加入0.5 ml的pH 7.2的磷酸盐缓冲液(PBS),静置5 min,离心10 min,沉淀再用PBS洗2次后,并用1 ml PBS悬浮起细胞。以上所有试剂均购自法国Immuntech公司。

    1.3 细胞检测 运用流式细胞仪检测,选定所需检测的细胞群体,以荧光强度1界限,大于1者为阳性。首先用同型对照管,将FITC-PE双参数直方图中两者的阳性率都调至2%±0.5%范围内,然后在同样条件下检测相应的测定管。其中CD34-FITC/CD38-PE、CD34-FITC/CD45RA、CD34-PE/CDw90-FITC结果为占全部有核细胞的比例,每管至少检测50 000个细胞。其它各测定管以淋巴样细胞为对象,每管至少检测5 000个细胞。流式细胞仪为美国Coulter公司Epics-XL型。
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    1.4 数据分析用System Ⅱ分析软件 结果为±s形式。如图1,根据细胞的物理学特点,在直方图1中的淋巴样细胞所在的位置A门,直方图2中B门为A门中细胞两种标记物的表达情况,其中B2为两种抗体同时表达的区域。

    表2 淋巴细胞样群体中各表型群体的含量

    n

    CD3+

    CD4+

    CD8+

    CD4/CD8

, 百拇医药     CD4+CD45RA+

    CD8+CD45RA+

    脐带血(%)

    34

    60.50±11.8

    38.6±11.8

    21.70±6.37

    1.93±0.91

    90.96±6.96

    98.93±0.36

    外周血(%)
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    20

    67.20±3.00*

    34.72±2.78

    27.12±2.94**

    1.29±0.13**

    55.67±11.20**

    89.27±5.00**

    注:*P<0.05,**P<0.01;此为比值,不是百分比
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    图1 双表达细胞数据分析意图

    2 结果

    2.1 脐血体积 本实验所收集的34份脐血,不计抗凝剂的体积,平均脐血的体积每份为99 ml±22 ml,最大的体积为150 ml,最小的体积为60 ml;平均每份脐血中有核细胞数为(12.3±5.9)×1011*L-1,最高25.9×1011*L-1,最低是6.4×1011*L-1

    2.2 脐血中有核细胞中免疫标记物的结果 CD34+细胞及其各亚型在全部有核细胞中的比例见表1。平均每份脐血中CD34+细胞的绝对数为(1.98±1.30)×107,CD34+CD48-细胞数为(0.27±0.26)×107
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    2.3 脐血淋巴样细胞群体中各表型的百分比 见表2,平均每份脐血中CD3+细胞绝对数为(96.2±18.8)×107

    表1 脐血中干/祖细胞及其亚型的结果 抗体

    均值

    (%)

    最大值

    (%)

    最小值

    (%)

    CD34+

    1.61±0.91

, 百拇医药     4.6

    0.7

    CD34+CD38+*

    84.6±9.1

    94.6

    61.4

    CD34+CD45RA+*

    63.0±7.5

    77.8

    49.8

    CD34+CDw90+*
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    3.48±2.26

    8.4

    0.4

    注:*所提供百分比均为CD34+细胞的含量3 讨论

    脐血干/祖细胞移植已经开始应用于造血和非造血系统有关肿瘤的治疗,它是此类疾病根治的理想方法之一。 在所检测的34份脐血中,CD34+的平均数每份为(1.98±1.30)×107。目前多数学者〔1〕认为用于移植的CD34+不应低于2×105个*kg-1体重,中性粒细胞不应低于1×107*kg-1受者体重。依此计算,所采集单份脐血中CD34+细胞的量能够满足普通体重成人所需。CD34+亚型中CD34+ CD38-浓度为13%±8.6%,平均绝对数每份为(0.27±0.26)×107。CD38是反映细胞活性和成熟程度的抗原,成熟细胞高表达CD38。据报道,在体外培养实验中,CD34+CD38-群体细胞长期培养增殖能力高于CD34+CD38+的细胞群体〔2〕;同时此亚型细胞平均端粒长度长于外周血中相应细胞端粒的长度〔3〕。因此脐血中CD34+CD38-细胞作为分化较早阶段的造血干祖细胞,它的含量高低对受体骨髓的重建较有意义,比单纯用CD34+含量对脐血移植预后的判断更有价值。
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    本实验测了34份脐血和20份成人外周血淋巴细胞的表型,脐血中T淋巴细胞比例明显低于成人(CD3+分别为60.5%±11.8%和67.2%±3.0%,P<0.05),CD8+T细胞低于外周血,且CD4+CD38RA+和CD8+CD45RA+比例均显著高于外周血(P<0.01),D’Arena等〔4〕也有相似报道;但脐血的CD4/CD8比值显著高于成人外周血(分别为1.93±0.91和1.29±0.13,P<0.01),这与D’Arena等报道不同。CD45RA为“裸”细胞标记物,它反映细胞未经抗原刺激,脐血中T淋巴细胞(如CD4和CD8)绝大多数同时表达CD45RA,即它们多为初始型细胞。供体CD8+细胞是移植后发生移植物抗宿主反应(GVHD)的主要效应细胞〔5〕,脐血中CD8+细胞不仅含量低,而且在功能上主要是“裸”细胞,其细胞毒性低;Chipeta等〔6〕研究表明:脐血中T淋巴细胞对抗原刺激和PHA刺激的应答反应较正常人外周血淋巴细胞低;因此移植后GVHD发生率低于骨髓和外周血,甚至HLA有部分位点不合的供者和受者间亦可进行脐血干/祖细胞的移植。
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    基金项目:安徽省“九五”攻关项目(基金编号:961007)

    作者简介:何晓东,男,28岁,检验师

    参考文献

    1,Rubinstein P, Carrier C, Scaradavou A et al. Outcomes among 562 recipients of placentablood transplants from unrelated donors. N Engl-J-Med, 1998;339(22):1 565~1 577

    2,De Wynter EA, Nadali G, Coutinho LH et al. Extensive amplification of single cells from CD34+ subpopulations in umbilical cord blood and identification of long-term cultureinitiating cells present in two subsets. Stem Cells, 1996;14(5):566~576
, 百拇医药
    3,Pauw ES, Verwoed NP, Duinkerken N et al. Assessment of telomere length in hematopoietic interphase cells using in situ hybridization and digital fluorescence microscopy. Cytometry, 1998;32(3):163~169

    4,D’Arena G, Musto P, Cascavilla N et al. Flow cytometric characterization of human umbilical cord blood lymphocytes: immunophenotypic features. Haematologica, 1998;83(3):197~203

    5,D’Arena G, Cascavilla N, Carotenuto M et al. Blastogenic response of activated human umbilical cord blood T-lymphocytes. Heamatologica, 1998;83(11):1 048~1 050

    6,Chipeta J, Komeda Y, yang XL et al. Intracellular cytokine profiler of cord and adult blood lyphcytes. Blood, 1999;93(3):1 120~1 122

    2000-03-30收稿,2000-06-15修回, http://www.100md.com