经皮腔内血管成形术后再狭窄与血管内皮细胞的关系
作者：杨正汉 谢敬霞
单位：100083 北京医科大学第三临床医学院放射科
关键词：
中华放射学杂志991118 经皮腔内血管成形术(PTA)是治疗冠状动脉及周围动脉狭窄的有效手段,但约有25%～60%的病人术后发生再狭窄。金属内支架的应用降低了PTA术后急性闭塞的发生率,但并未能彻底解决再狭窄的问题。大量实验研究及临床观察表明再狭窄与血栓形成、内膜增厚和血管重构有关,内皮细胞的损伤、修复及功能改变在其中扮演重要角色。
一、内皮损伤、血栓形成与再狭窄
PTA可造成血管损伤，内皮的剥脱造成内皮下组织的暴露,血小板立即通过Von Willebrand因子(VWF)黏附于内皮下的基质,随后发生聚集并释放α颗粒成分,其释放的血小板衍生生长因子(PDGF)可能与中膜平滑肌细胞的激活和迁移有关[1]。最近的研究表明血小板减少可抑制已激活的平滑肌细胞从中膜向内膜迁移。由内皮损伤引发的凝血过程将形成附壁血栓,血栓的形成不仅可造成血管的急性闭塞,而且为平滑肌细胞内迁提供了框架,血栓的机化可直接引起内膜增厚,而且血栓中的凝血酶本身就是强力的平滑肌细胞致分裂原[2]。实验证明损伤部位内皮的早期重建可抑制血小板附着和血栓形成[3]。
二、内皮细胞和内膜增厚
血管损伤后出现的组织愈合反应可造成不同程度的内膜增厚,其中包括3种主要成分:平滑肌细胞、内皮细胞及细胞外基质。损伤后30分钟就可以检测到平滑肌细胞早期激活的标记——核原癌基因的表达[4], 活化的平滑肌细胞从收缩表型转向合成表型，从而引发平滑肌细胞的增生迁移和基质的合成。平滑肌细胞增生后向内膜迁移，迁移到内膜的平滑肌细胞部分继续增生。有作者认为平滑肌细胞的增生和分裂是两个不同的机制[5]，一些因素只影响其中一个而不影响另一个， PDGF是平滑肌细胞向内膜迁移强力的趋化因子，成纤维细胞生长因子b(bFGF)则是平滑肌细胞的致分裂原。平滑肌细胞要穿过细胞外基质和弹力层才能到达内膜，其迁移过程与纤维蛋白溶解酶原激活物及金属蛋白酶(MMP)的增加有关。
有实验发现血管损伤后期在增厚的内膜中平滑肌细胞的数目并不增加，而细胞外基质(ECM)的积聚才是内膜增厚的主要原因， Schwartz等[6]发现后期新内膜中细胞成分仅占11%，其余是ECM。这些ECM多由增生的平滑肌细胞分泌，主要成分是胶原蛋白，其他如纤维粘连蛋白、层粘连蛋白及糖胺多糖等也有明显增加。ECM不仅限于新生内膜，还沉积于中膜和外膜，后者与血管的重构密切相关。纤维粘连蛋白及其他具有精-甘-天门冬氨酸序列的基质成分通过与已激活平滑肌细胞表达的整合素相互作用，可促进平滑肌细胞迁移。
大量实验研究发现，完整的内皮层能抑制平滑肌细胞增生、迁移及细胞外基质合成。Haudenschild等[7]用球囊剥脱大鼠胸主动脉内皮后观察发现： 平滑肌细胞仅出现在1周后内皮尚未修复区域的内膜，并引起局部内膜增厚，胸主动脉后壁有诸多肋间动脉开口，来源于肋间动脉的内皮细胞能较快修复胸主动脉后壁内皮缺损，而前壁重内皮化速度慢则出现明显的内膜增厚。局部灌注血管内皮细胞生长因子(VEGF)可加快重内皮化，抑制平滑肌细胞增生及其基质分泌，从而减轻内膜增厚[8]。内皮细胞分泌的肝素和肝素样物质[9]及生长因子如PDGF、 bFGF、胰岛素样生长因子(IGF)均可调节平滑肌细胞生长。另外已有证据表明，内皮细胞产生的血管活性物质也对平滑肌细胞生长有调节作用， 血管收缩因子内皮素1能促进平滑肌细胞增生， 而血管舒张因子前列环腺素2(PGI 2)及一氧化氮(NO)是平滑肌细胞增生的抑制剂。Peiro等[10]指出，内皮细胞分泌平滑肌细胞生长促进(抑制)因子的平衡取决于血管环境，成熟或完整的血管趋于分泌抑制因子，而血管有病变或有内皮损伤时则分泌促进因子。
三、内皮细胞与血管重构
动物实验及临床观察发现，许多动脉管腔再狭窄并无内膜的增厚，基于此类观察结果一些学者提出血管重构(remodeling)的理论，血管重构是指血管壁结构及血管大小的重新构建，血管重构的结果可以是有益的(代偿性扩张)或无益的(血管缩小)，后者被认为是引起再狭窄的主要原因之一。粥样硬化的血管壁增厚，血管外径的较小变化就可引起血管腔径的显著改变。血管重构与内膜增生的关系也不容忽视，因为即使血管发生代偿性扩张，如果不足以对抗内膜增厚，其结果仍可导致再狭窄的发生。血管重构现象的相关因素有血流、切壁应力及ECM改变，ECM中的胶原及糖蛋白在血管重构中起重要作用，血管壁中胶原成分过度增多易引起无益的血管重构，导致再狭窄的发生。转化生长因子-β(TGF-β)高表达可诱使平滑肌细胞产生过多的ECM[11]，MMP能溶解胶原成分，因而可减少血管壁ECM的沉积[12]。最近的研究指出外膜的炎症反应及ECM沉积是影响血管重构的重要因素[13]，球囊扩张引起血管壁损伤时外膜常有细胞增生及ECM沉积。血管内皮对重构过程的影响近年来引起人们的重视，内皮细胞可调节平滑肌细胞的增生和基质分泌，势必影响血管重构，血流因素通过内皮依赖性血管收缩和舒张也影响血管的重构。
四、内皮细胞损伤、修复及功能异常
任何一次PTA均伴有内皮损伤和剥脱，内皮的修复活动于损伤后数小时就出现，首先表现为损伤区周围的内皮细胞向剥脱区移动，而后出现分裂和增殖，体内外实验证明，内皮细胞的移动与血流方向有关，顺流方向的移动明显快于其他方向[7]。内皮细胞移行及增殖的启动因素可能是接触抑制消失、内皮细胞及平滑肌细胞分泌的生长因子及机械损伤本身，内皮修复的程度与速度取决于动物种属、实验施加条件和损伤程度，小面积内皮缺损可在短期内完全修复，而大面积缺损则几乎不可能完全修复， 损伤局部若有内皮细胞残留或损伤区域内有较多血管开口将有利于重内皮化[7,14]。
内皮细胞的功能状态将影响血管损伤的修复，已有研究表明，损伤后再生的内皮细胞存在功能异常[15，16]，主要表现为内皮依赖性血管舒张能力的降低，这将影响血管的重构而导致再狭窄的发生。内皮功能缺陷的严重程度可能取决于动脉损伤的性质和程度， Weidinger等[15]对大白兔颈动脉进行试验性PTA，发现术后4周内皮依赖性的动脉舒张仍有异常，但仅见于损伤严重者。再生内皮功能缺陷的机制目前不太清楚，一般认为与内皮细胞分泌血管舒张因子能力降低有关[16]。
五、加快重内皮化、促进内皮细胞功能恢复
促使损伤部位早期形成功能完全的完整内皮层对预防PTA术后再狭窄具有重要意义，国内外学者在这方面作了大量的实验研究和临床探索，实验证明，用双球囊导管向损伤区种植自体内皮细胞可加速重内皮化[3，17-19]，所用的内皮细胞可以取自动脉、静脉或毛细血管，此项技术目前限于动物实验，Thompson等[3]向新西兰大白兔髂动脉种入内皮细胞不仅加快内皮修复，而且减少了血小板黏附。关于重内皮化的加快能否减少再狭窄率尚有争议，也缺乏长期观察的结果。转基因内皮细胞的种植使损伤局部的基因治疗成为可能[18]，但目前少有成功的报道，Dunn等[20]将转染有组织纤维溶解酶原激活物(TPA)基因的内皮细胞种植到人造血管内，发现TPA的高表达反而减低了内皮细胞的黏附。
生长因子对内皮细胞、平滑肌细胞及ECM均起重要作用，TGF-β促进平滑肌细胞产生ECM，却抑制内皮细胞的再生，不利于内皮修复[11，21]；bFGF和PDGF能促进内皮细胞增殖，但同时又加速了平滑肌细胞的增生和迁移；VEGF是内皮细胞特异性促分裂因子，损伤局部注入VEGF或导入VEGF基因不仅能促进内皮修复，而且有利于内皮细胞功能的恢复[8,22]，可能会成为较有前途的临床治疗方法。
激素对再狭窄的影响近年来引起了人们的关注，肾素-血管紧张素-醛固酮系统活性增加可促进平滑肌细胞增生，利用血管紧张素转化酶(AE)抑制剂可减轻内膜增厚。肾上腺皮质激素可抑制平滑肌细胞增生，但临床使用效果并不理想。雌激素对内皮修复有促进作用， White及Krasinski等[23，24]的动物实验均发现雌激素能促进动脉损伤区重内皮化和内皮细胞功能的恢复，血管内皮细胞上发现有雌激素受体的表达，这表明雌激素直接作用于内皮细胞。
NO在再狭窄中的作用是近年来的一个重要进展，NO被认为是维持血管张力的因素之一，主要通过其内皮依赖性扩血管作用，在血管损伤的早期NO对血小板聚集和白细胞的黏附有抑制作用，另外NO还能抑制平滑肌细胞的增生，Guo等[25]用NO供体(CAS-1609)对大鼠进行实验，发现CAS-1609对大鼠主动脉内皮细胞修复有浓度依赖性促进作用，而对PDGF诱发的平滑肌增生有抑制作用，减轻了内膜的增厚。利用NO供体进行一些临床试用也取得了一定的疗效。
蛋白激酶C (PKC)是广泛存在于细胞内的信号传递物质，是内皮细胞增殖所必需的,用12-豆蔻酸-13-乙酸佛波酯直接活化内皮细胞PKC，发现内皮细胞黏附、伸展及移行能力均增强，而用PKC抑制剂则降低了内皮细胞的再生能力，可见PKC激活剂可作为促进重内皮化的一种方法。
六、金属内支架和血管内皮化
金属内支架的应用大大减低了PTA术后的急性动脉闭塞，其形态稳定性限制了血管的回缩，从而防止了不利的血管重构，但金属内支架本身具致凝性，置入血管后需长期抗凝治疗，而且内支架置入并未彻底解决再狭窄的问题，目前认为PTA术后再狭窄是内膜增生和血管重构双重作用的结果，而内支架置入后再狭窄则主要由内膜增生引起[26]。为阻止内膜增厚，许多学者用带有涤纶被膜的内支紲进行实验研究和临床探索，但一直没有肯定的结果，Schurmann等[27]的实验研究发现，与普通支架相比，被膜式支架引起了更严重的内膜增生和炎症反应；Maynar等[28]的一组股动脉临床资料也表明被膜式支架的通畅率并不理想。支架置入部位的早期内皮化可能预防血栓形成和再狭窄。加速支架内皮化的方法目前主要有两种,一是支架置入后局部灌注药物或导入基因,常用的是VEGF；另一方法是支架置入前在体外先种上内皮细胞[29-31]，可选用转基因内皮细胞进行种植[30，31]，此法最大的障碍是支架置入过程中内皮细胞的丢失[30，31]，但支架金属丝侧面往往有内皮细胞残留，这些细胞可重新增殖并覆盖支架[15,31]。
参考文献
1 Friedman RJ, Stemerman MB, Wenz B, et al. The effect of trombocytopenia on experimental arteriosclerotic lesion formation in rabbits: smooth muscle cell proliferation and re-endothelialization. J Clin Invest, 1977， 60:1191-1201.
2 McNamara CA, Sarembock IJ, Gimple LW, et al. Thrombin stimulates proliferation of cultured rat aortic smooth muscle cells by a proteolytically activated receptor. J Clin Invest, 1993， 91:94-98.
3 Thompson MM, Budd JS, Eady SL, et al. Platelet deposition after angioplasty is abolished by restoration of the endothelial cell monolayer. J Vasc Surg, 1994， 19:478-486.
4 Bauters C, de Groote P, Adamantidis M, et al. Proto-oncogene expression in rabbit aorta after wall injury: first marker of the cellular process leading to restenosis after angioplasty? Eur Heart J, 1992， 13:556-559.
5 Casscells AW. Migration of smooth muscle and endothelial cells: critical events in restenosis. Circulation, 1992， 86:723-729.
6 Schwartz RS, Holmes DR Jr, Topol EJ. The restenosis paradigm revisited: an alternative proposal for cellular mechanisms. J Am Coll Cardiol, 1992， 20:1284-1293.
7 Haudenschild CC, Schwartz SM. Endothelial regeneration II： restitution of endothelial continuity. Lab Invest, 1979， 41:407-418.
8 Asahara T, Bauters C, Pastore C, et al. Local delivery of vascular endothelial growth factor accelerates reendothelialization and attenuates intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation, 1995，91:2793-2801.
9 Oberhoff M, Novak S, Herdeg C, et al. Local and systemic delivery of low molecular weight heparin stimulates the reendothelialization after balloon angioplasty. Cardiovasc Res, 1998, 38:751-762.
10 Peiro C, Redondo J, Rodriguez-Martinez MA, et al. Influence of endothelium on cultured vascular smooth muscle cell proliferation. Hypertension, 1995，25:748-751.
11 Galis ZS, Muszynski M, Sukhova GK, et al. Cytokine-stimulated human vascular smooth muscle cells synthesize a complement of enzymes required for extracellular matrix digestion. Circ Res, 1994，75:181-189.
12 Woessner JF. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in connective tissue remodeling. FASEB J, 1991，5:2145-2154.
13 Libby P, Tanaka H. The molecular bases of restenosis. Prog Cardiovasc Dis, 1997，40:97-106.
14 Rogers C, Parikh S, Seifert P, et al. Endogenous cell seeding: remnant endothelium after stenting enhances vascular repair. Circulation, 1996，94:2909-2914.
15 Weidinger FF, McLenachan JM, Cybulski MI, et al. Persistent dysfunction of regenerated endothelium after balloon angioplasty of rabbit iliac artery. Circulation, 1990，81:1667-1679.
16 Saroyan RM, Roberts MP, Light JT Jr, et al. Differential recovery of prostacyclin and endothelium-derived relaxing factor after vascular injury. Am J Physiol, 1992，262:H1449-H1457.
17 Wilson JM, Birinyi LK, Salomon RN, et al. Implantation of vascular grafts lined with genetically modified endothelial cells. Science, 1989，244:1344-1346.
18 Conte MS, Birinyi LK, Miyata T, et al. Efficient repopulation of denuded rabbit arteries with autologous genetically modified endothelial cells. Circulation, 1994，89:2161-2169.
19 Consigny PM, Vitali NJ. Resistance of freshly adherent endothelial cells to detachment by shear stress is matrix and time dependent. J Vasc Interv Radiol, 1998，9:479-485.
20 Dunn PF, Newman KD, Jones M, et al. Seeding of vascular grafts with genetically modified endothelial cells: secretion of recombinant TPA results in decreased seeded cell retention in vitro and in vivo. Circulation, 1996，93:1439-1446.
21 Madri JA, Reidy MA, Kocher O, et al. Endothelial cell behavior after denudation injury is modulated by transforming growth factor-beta1 and fibronectin. Lab Invest, 1989，60:755-765.
22 Asahara T, Chen D, Tsurumi Y, et al. Accelerated restitution of endothelial integrity and endothelium-dependent function after phVEGF165 gene transfer. Circulation, 1996，94:3291-3302.
23 White CR, Shelton J, Chen SJ, et al. Estrogen restores endothelial cell function in an experimental model of vascular injury. Circulation, 1997，96:1624-1630.
24 Krasinski K, Spyridopoulos I, Asahara T, et al. Estradiol accelerates functional endothelial recovery after arterial injury. Circulation, 1997，95:1768-1772.
25 Guo JP, Panday MM, Consigny PM, et al. Mechanisms of vascular preservation by a novel NO donor following rat carotid artery intimal injury. Am J Physiol, 1995， 269:H1122-H1131.
26 Di Mario C, Gil R, Camenzind E, et al. Quantitative assessment with intracoronary ultrasound of the mechanisms of restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty and directional coronary atherectomy. Am J Cardiol, 1995，75:772-777.
27 Schurmann K, Vorwerk D, Uppenkamp R, et al. Iliac arteries: plain and heparin-coated Dacron-covered stent-grafts compared with noncovered metal stents——an experimental study. Radiology, 1997，203:55-63.
28 Maynar M, Reyes R, Ferral H, et al. Cragg endopro system I: early experience. I. Femoral arteries. J Vasc Interv Radiol, 1997，8:203-207.
29 van Belle E, Tio FO, Couffinhal T, et al. Stent endothelialization: time course, impact of local catheter delivery, feasibility of recombinant protein administration, and response to cytokine expedition. Circulation, 1997，95:438-448.
30 Dichek DA, Neville RF, Zwiebel JA, et al. Seeding of intravascular stents with genetically engineered endothelial cells. Circulation, 1989，80:1347-1353.
31 Scott NA, Candal FJ, Robinson KA, et al. Seeding of intracoronary stents with immortalized human microvascular endothelial cells. Am Heart J, 1995，129:860-866.
收稿：1998-12-07
修回：1999-05-08