滋养细胞粘附分子的表达及其与妊高征的关系
作者：程忠平 林其德
单位：200001 上海第二医科大学附属仁济医院妇产科
关键词：
中华妇产科杂志990425 分子生物学和免疫学的研究表明，细胞粘附分子(cell adhesion molecule, CAM)不仅介导细胞与细胞间和细胞与细胞外基质(extracellular matrix, ECM)间的粘附；而且，广泛参与细胞的信号传导、生长分化、维持组织的正常形态等生理过程，同时还与肿瘤浸润、血栓形成等一系列病理过程有关[1,2]。胎儿-胎盘的生长发育主要取决于细胞滋养细胞(cytotrophoblast，CTB)分化和子宫胎盘血管网络的构建。新近研究发现，CTB在分化浸润过程中不仅能够表达多种类型CAM；而且可以转变细胞表面粘附表型(phenotype)，获得浸润表型，并拟合(mimicry)血管内皮表型，从而浸润子宫蜕膜、肌层及螺旋小动脉，完成对胎盘床的血管重铸(vascular remoulding)，构成母儿循环[3,4]；相反，表型转变异常则可导致妊高征等病理性妊娠。
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一、滋养细胞分化浸润的细胞形态学研究
1.细胞滋养细胞的分化浸润途径：CTB存在两条截然不同的分化途径，分别形成两种形态和功能不同的细胞：合体滋养细胞(syncytiophoblast)和间质滋养细胞(intermediate trophoblast)，后者也称为绒毛外滋养细胞(extravillous trophblast)[3]。Zhou等[3，5]的研究证实了这一学说，早孕期(8～12周)CTB分化形成飘浮绒毛(floating villi)和锚着绒毛(anchoring villi)。漂浮绒毛上的CTB呈单层极性排列，增生融合形成合体滋养细胞衬于漂浮绒毛表面，漂浮绒毛直接“浸泡”在绒毛间隙中，与母血进行营养物质及气体交换。锚着绒毛顶端CTB增生并突破子宫内膜之基底层，形成多层非极性排列的细胞柱状结构，或为母儿沟通的渠道。柱状结构内CTB分化获得浸润性，成为间质滋养细胞，浸润蜕膜、肌层及血管。早孕期血管浸润仅达蜕膜层，到中孕期(18～22周)浸润达浅肌层1/3，晚孕期间质滋养细胞失去浸润性，细胞柱状结构消失，间质滋养细胞分散在局部蜕膜、肌层及血管区。间质滋养细胞浸润螺旋小动脉在胎盘床血管重铸过程中具有关键的作用，它能逐步取代血管内皮细胞，深入血管壁，降解血管平滑肌及弹力纤维，以致血管腔扩大，血流阻力下降，血流量增加。因此，也有学者将此群间质滋养细胞另称为血管内滋养细胞(endovascular trophoblast)并予以重点研究[3,4,6]。Zhou等[3]又将锚着绒毛细胞柱状结构分为4个区带：Ⅰ区位于锚着绒毛的起始部，Ⅱ区位于细胞柱顶端，Ⅲ区位于细胞柱远端，Ⅳ区位于蜕膜、肌层内。至此，人们对CTB的正常分化浸润过程中的细胞形态学变化有了较为全面的认识。
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2.妊高征的胎盘形态学特征：妊高征胎盘滋养细胞在形态学上与正常妊娠有明显的差异：(1)绒毛表面大量合体结节增生，其内多为单个核CTB，这可能是局部缺氧性增生的结果。(2)间质滋养细胞浸润表浅，未达浅肌层1/3。Zhou等[4]观察了9例妊高征患者的胎盘床，见大量的间质滋养细胞增生，聚集在蜕膜浅层，未见有肌层浸润；而且，孕晚期还可见到明显的细胞柱状结构。Redline等[7]用免疫组化法(3种细胞表型标记、2种细胞动力学标记)进一步证实，这些增生的间质滋养细胞均为分化未成熟的CTB。(3)螺旋小动脉浸润受阻。多数妊高征患者胎盘床血管内未见血管内滋养细胞，少数病例虽然有浸润，但是均未达到子宫肌层。Starzyk等[8]对妊高征患者胎盘床血管作了定量分析，以相应孕龄的正常妊娠妇女作对照，结果妊高征胎盘血管数量明显减少,管径狭窄,管壁增厚。上述资料说明，妊高征患者CTB分化浸润受阻，不能完成对胎盘床的血管重铸。
二、滋养细胞的粘附分子表达
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CAM是一类广泛分布于细胞表面和细胞外基质的糖蛋白，以受体-配体识别方式与细胞外基质的配体结合，发挥多种生理和病理作用。根据结构和功能不同CAM可分成4大家族：整合素(integrin)家族、钙调素(cadherin)家族、选择素(selectin)家族和免疫球蛋白超家族(immunoglobulin superfamily)[1，2]。他们的生物学作用有所不同。
1.整合素：整合素是由α和β两个亚单位构成的异源双聚体。现已发现α和β亚单位均有多种异构体，相互搭配可组成十几种整合素分子。整合素的配体是ECM中的纤维结合素(fibronectin)、层粘蛋白(lamnin)、玻璃粘蛋白(vitronectin)和胶原蛋白(collagen)。整合素与其配体的结合具有一定的特异性，如α1β1的配体为胶原蛋白和层粘蛋白，α3β1为纤维结合素、胶原蛋白和层粘蛋白，α6β4为层粘蛋白，α5β1也为层粘蛋白，αvβ3为玻璃粘蛋白、纤维结合素、第Ⅷ因子(vWF)，αvβ6为纤维结合素，αvβ5为玻璃粘蛋白等[2,9，10]。
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90年代初期，就有人采用免疫组化法对早孕期(孕10周)的绒毛和胎盘床组织进行了观察，结果发现I区 CTBα6β4表达为强阳性，α3β1表达为弱阳性，未见α1β1表达；此区基底膜富含层粘蛋白和四型胶原蛋白，而纤维结合素为阴性。Ⅱ区α6β4表达仍为强阳性，同时还出现α5β1表达，α3β1和α1β1表达则呈阴性；ECM中仅见有层粘蛋白显色。Ⅲ区α5β1表达呈强阳性，而α6β4表达则减弱；ECM中主要表达纤维结合素和四型胶原蛋白。Ⅳ区中α5β1表达仍为强阳性，同时α1β1表达也呈强阳性，而α6β4表达却呈阴性；ECM中富含纤维结合素、层粘蛋白及四型胶原蛋白。对CTB进行体外培养和抗胎盘泌乳素(hPL)细胞免疫组化复染色，结果证明，细胞柱内ECM配体成分主要由CTB以自分泌方式产生，而Ⅳ区内ECM主要源于母体。上述资料可见，早孕期绒毛部位CTB主要表达α6β4整合素并与基底膜层粘蛋白结合；细胞柱内α6β4表达逐渐减弱，而α5β1则逐渐增加，ECM中的配体成分也由层粘蛋白转变为纤维结合素和四型胶原蛋白；蜕膜和肌层内间质滋养细胞主要表达α5β1和α1β1并与ECM中的母源性配体结合。这种CTB在分化浸润过程中的整合素表型转变现象，后经Aplin等学者反复证明[11，12]。
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为了进一步揭示CTB粘附表型转变的生理意义，Aplin[11]等比较了早孕期和晚孕期α6β4及其配体的表达情况，结果发现，随着妊娠的进展α6β4在绒毛CTB上的表达增强。推测α6β4和层粘蛋白的结合主要起着绒毛的粘附固定作用，而α6β4表达下降则有助于CTB的浸润过程。Bischof等[12]则对葡萄胎CTB整合素的表达情况进行了研究，发现浸润性CTBα5β1表达增强，但是不表达α6β4。说明α5β1表型和CTB浸润性有关。体外细胞培养实验表明[3，13，14]，应用抗α5、α1、β1抗体均能显著抑制CTB的迁移和浸润，而应用抗α6、β4抗体，则可促进CTB的迁移和浸润。新近，Zhou等[3]又观察了整合素αv成员的表达情况，他们发现，早孕期(孕10周)和中孕期(孕18周)细胞柱I区内CTB均能表达αvβ6和αvβ5，但在Ⅱ～Ⅳ区均呈阴性；另外，Ⅰ～Ⅱ区CTB不表达αvβ3，而Ⅲ～Ⅳ区却呈αvβ3表达强阳性；作者还进行了体外细胞培养实验，经抗αvβ3抗体封闭处理，CTB的浸润性明显降低。说明αvβ3表型的CTB具有浸润性。
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2.钙调素：钙调素是一种单链跨膜糖蛋白，通过自身配体识别粘合，介导同源细胞的粘附聚集。研究表明钙调素的表达与CTB的分化、浸润也有一定的关系。Zhou等[3]也对CTB的钙调素表达情况及其作用进行了研究，结果发现，早孕期和中孕期Ⅰ～Ⅱ区内CTB E-钙调素表达呈强阳性，Ⅲ区表达呈弱阳性，Ⅳ区表达呈阴性；晚孕期各部位CTB表达E-钙调素均呈强阳性。相反，VE-钙调素在I区表达为阴性，从Ⅱ区到Ⅳ区表达逐级增强，这种变化在早孕期尤为明显。用抗vWF抗体(内皮细胞表面标记)进行复染色观察，可见vWF阴性细胞，即血管内滋养细胞VE-钙调素表达也呈强阳性。P-钙调素在妊娠各期均无表达。作者还用SDS-PAGE电泳及Northern斑点杂交法分析了CTB的钙调素表达，结果细胞经12小时培养，E-钙调素mRNA表达水平无明显变化，而VE-钙调素mRNA表达水平明显升高。分别用抗E-钙调素和VE-钙调素抗体对CTB进行封闭处理，结果封闭E-钙调素可显著提高CTB的浸润性，而封闭VE-钙调素，则抑制CTB的浸润性。
, 百拇医药 3.免疫球蛋白超家族粘附分子：Blankship等[6]对猕猴胎盘床进行了孕龄相关神经细胞粘附分子(neural cell adhesion molecule)表达的研究。观察到早孕期子宫螺旋小动脉管腔内，血管内滋养细胞表达神经粘附分子呈强阳性，管壁间血管内滋养细胞表达呈弱阳性；随着妊娠的进展，神经粘附分子的表达逐渐下降；另外，从细胞柱近端到远端，神经粘附分子表达逐级增强。这些现象表明神经粘附分子的表达与CTB的浸润行为有关。研究还发现，间质滋养细胞能表达一组与内皮和白细胞相关的免疫球蛋白粘附分子，如血管细胞粘附分子(VCAM)、血小板内皮粘附分子(PECAM)等。它们在血管内滋养细胞上的表达明显增强，提示这些粘附分子可能参与血管内滋养细胞和血管内皮之间的粘附，介导间质滋养细胞的血管浸润[3]。
三、妊高征患者滋养细胞粘附分子表达的研究
对妊高征患者胎盘床的细胞形态学研究表明，妊高征患者存在CTB分化和浸润障碍，由此启发人们对妊高征患者CTB的CAM表达情况进行研究。
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1.整合素：对妊高征患者胎盘床的免疫组化研究表明，中孕期绒毛、细胞柱(I-Ⅳ区)内的CTB均呈α6β4表达强阳性；而正常对照组只在Ⅰ～Ⅱ区表达α6β4，而且其表达强度随着CTB浸润深入而减弱，至Ⅳ区完全消失，这与早孕期的表达模式相似。正常中期妊娠Ⅲ～Ⅳ区CTB α1β1表达呈强阳性，但是，妊高征患者胎盘床各部位均未见α1β1表达。然而，α5β1和α3β1的表达在两组间差异无显著性。另外，妊高征患者与正常对照组ECM配体表达在分布上也无差异。最近，Zhou等[4]又对孕中、晚期妊高征患者αv组整合素进行了研究，发现正常对照组绒毛CTB αvβ5 表达呈弱阳性，细胞柱及蜕膜肌层部位表达均为阴性；αvβ6表达仅见于Ⅱ区，而其他各区均表达呈阴性。相反，虽然妊高征患者绒毛CTB αvβ5表达同样呈弱阳性，但其他部位αvβ6表达均呈强阳性。
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2.钙调素：正常中孕期CTB表达钙调素的情况与正常早孕期相似：绒毛CTB E-钙调素表达呈强阳性，随着浸润的深入其表达逐级下降，至Ⅳ区完全消失。Ⅰ～Ⅱ区不表达VE-钙调素，Ⅲ～Ⅳ区则表达呈强阳性，血管内滋养细胞的表达明显增强。相应孕龄妊高征患者胎盘各部位E-钙调素表达均呈强阳性，而VE-钙调素表达呈阴性[4]。
3.免疫球蛋白超家族粘附分子：正常中孕期蜕膜、肌层及螺旋小动脉内CTB均表达VCAM和PECAM；而妊高征患者却未见该组粘附分子的表达[4]。
综上所述，妊高征患者CTB粘附表型转变模式存在明显的障碍，主要表现为：妊高征患者细胞柱各区CTB均有持续高水平的整合素α6β4、αvβ6和E-钙调素表达；但是缺乏αvβ3、α1β1、VE-钙调素、血管粘附分子及血小板粘附分子等的表达；从而，不能完成粘附表型的转变，即不能由上皮表型拟合形成血管内皮表型并获得浸润表型，导致CTB分化浸润受阻，不能浸润蜕膜、肌层及螺旋小动脉，使胎盘血管网络生长发育不良，造成胎盘浅着床和胎盘缺血、缺氧的妊高征特征性病理、生理改变，最终发展成为妊高征。
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机体内CTB分化浸润、构建母儿循环的过程十分复杂。CTB粘附表型转变在这一复杂的形态学改变上起着重要的作用；粘附表型转变异常可影响CTB的分化和浸润，导致妊高征等病理性妊娠，这也为妊高征胎盘浅着床和缺血、缺氧学说提供了分子生物学佐证。目前，对于CTB调节表达CAM的确切机理还不完全清楚。体外培养CTB的浸润实验模型提示，低氧张力可以通过调节CTB粘附表型，抑制CTB体外浸润能力[15]。Pijnenborg等[16]经过研究发现，妊高征患者CTB存在自身内在的缺陷，使之不能表达以玻璃粘蛋白和纤维结合素为配体的整合素分子。Irving等[13]则认为，调节CTB表达CAM主要是受CTB自分泌和旁分泌过程中的一些细胞生长因子影响，如表皮生长因子、胰岛素样生长因子、转化生长因子等。另外，肿瘤坏死因子-α、白细胞介素-1α、白细胞介素-1β等一些炎性细胞因子也可影响CTB表达CAM[17]。总之，CTB的分化浸润和CAM的表达调控机理十分复杂，深入研究将有助于揭示妊高征的发病机理。
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参考文献
1 Meredith JE, Winitz S, Lewis JM, et al. The regulation of growth and intracellular signaling by integrins. Endocrine Rev, 1996,17:207-220.
2 Klentzeris LD. Adhesion molecules in reproduction. Br J Obstet Gynecol, 1997,104:401-409.
3 Zhou Y, Fisher SJ, Janatpour M, et al. Human cytotrphoblasts adopt a vascular phenotype as they differentiate: a strategy for successful endovascular invasion? J Clin Invest, 1997,99:2139-2151.
, 百拇医药
4 Zhou Y, Damsky CH, Fisher SJ, et al. Preeclampsia is associated with failure of human cytophoblasts to mimic a vascular adhesion phenotype: one cause of defective endovascular invasion in this syndrome. J Clin Invest, 1997,99:2152-2164.
5 Shih VN, Kurman RJ. Expression of melanoma cell adhesion molecules in intermediate trophoblast. Lab Invest, 1996,75:377-388.
6 Blankship TN, King BF. Macaque intra-arterial trophoblast and extravillous trophoblast of the cell columns and cytotrophoblastic shell express neural cell adhesion molecule (NCAM). Anato Rec, 1996,245:525-531.
, http://www.100md.com
7 Redline RW, Patterson P. Pre-eclampsia is associated with an excess of proliferative immature intermediate trophoblast. Hum Pathol, 1995,26:594-600.
8 Starzyk KA, Salafia CM, Pezzullo JC, et al. Quantitatiive differences in arterial morphometry define the placental bed in preeclampsia. Hum Pathol, 1997,28:353-358.
9 Damsky CH, Sutherland A, Fisher SJ. Extracellular matrix 5: adhesive interactions in early mammalian embryogenesis, implantation, and placentation. FASEB J, 1993,7:1320-1329.
, http://www.100md.com
10 Sueoka K, Kuji N, Shiokawa S, et al. Integrins and reproductive physiology: expression and modulation in fertilization, embryogenesis, and implantation. Fertil Steril, 1997,67:799-811.
11 Aplin JD. Expression of integrin α6β4 in human trophoblast and its loss from extravillous cells. Placenta， 1993,14:203-215.
12 Bischof P, Redard M, Gindre P, et al. Localization of alpha 2, alpha 5 and alpha 6 integrins in human endometrium, decidua and trophoblast. European J Obstet Gynecol Reprod Biol, 1993,51:217-226.
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13 Irving JA, Lala PK. Fuctional role of cell surface integrins on human trophoblast cell migration: regulation by TGT-β、IGF-Ⅱ and IGFBP-I. Exp Cell Res, 1995,217:419-427.
14 Shiokawa S, Yoshimura Y, Nagamatsu S, et al. Function of β1 integrins on human decidual cells during implantation. Biol Reprod, 1996,54:745-752.
15 Genbacev O, Joslin R, Damsky CH, et al. Hypoxia alters early gestation human cytotrophoblast differentiation/invasion in vitro and models the placental defects that occur in preeclampsia. J Clin Invest, 1996,97:540-550.
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16 Pijnenborg R, Luyten C, Vercruysse L, et al. A hachment and differentiation in vitro of trophoblast from normal and preeclampsia human placentas. Am J Obstet Gynecol, 1996,175:30-36.
17 Crosskinsky CM, Yowell CW, Sun JH, et al. Modulation of integrin expression in endometrial stromal cells in vitro. Clin Endocrine Metabol, 1996,81:2047-2054.
(收稿：1998-05-28 修回：1999-01-07), 百拇医药
单位：200001 上海第二医科大学附属仁济医院妇产科
关键词：
中华妇产科杂志990425 分子生物学和免疫学的研究表明，细胞粘附分子(cell adhesion molecule, CAM)不仅介导细胞与细胞间和细胞与细胞外基质(extracellular matrix, ECM)间的粘附；而且，广泛参与细胞的信号传导、生长分化、维持组织的正常形态等生理过程，同时还与肿瘤浸润、血栓形成等一系列病理过程有关[1,2]。胎儿-胎盘的生长发育主要取决于细胞滋养细胞(cytotrophoblast，CTB)分化和子宫胎盘血管网络的构建。新近研究发现，CTB在分化浸润过程中不仅能够表达多种类型CAM；而且可以转变细胞表面粘附表型(phenotype)，获得浸润表型，并拟合(mimicry)血管内皮表型，从而浸润子宫蜕膜、肌层及螺旋小动脉，完成对胎盘床的血管重铸(vascular remoulding)，构成母儿循环[3,4]；相反，表型转变异常则可导致妊高征等病理性妊娠。
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一、滋养细胞分化浸润的细胞形态学研究
1.细胞滋养细胞的分化浸润途径：CTB存在两条截然不同的分化途径，分别形成两种形态和功能不同的细胞：合体滋养细胞(syncytiophoblast)和间质滋养细胞(intermediate trophoblast)，后者也称为绒毛外滋养细胞(extravillous trophblast)[3]。Zhou等[3，5]的研究证实了这一学说，早孕期(8～12周)CTB分化形成飘浮绒毛(floating villi)和锚着绒毛(anchoring villi)。漂浮绒毛上的CTB呈单层极性排列，增生融合形成合体滋养细胞衬于漂浮绒毛表面，漂浮绒毛直接“浸泡”在绒毛间隙中，与母血进行营养物质及气体交换。锚着绒毛顶端CTB增生并突破子宫内膜之基底层，形成多层非极性排列的细胞柱状结构，或为母儿沟通的渠道。柱状结构内CTB分化获得浸润性，成为间质滋养细胞，浸润蜕膜、肌层及血管。早孕期血管浸润仅达蜕膜层，到中孕期(18～22周)浸润达浅肌层1/3，晚孕期间质滋养细胞失去浸润性，细胞柱状结构消失，间质滋养细胞分散在局部蜕膜、肌层及血管区。间质滋养细胞浸润螺旋小动脉在胎盘床血管重铸过程中具有关键的作用，它能逐步取代血管内皮细胞，深入血管壁，降解血管平滑肌及弹力纤维，以致血管腔扩大，血流阻力下降，血流量增加。因此，也有学者将此群间质滋养细胞另称为血管内滋养细胞(endovascular trophoblast)并予以重点研究[3,4,6]。Zhou等[3]又将锚着绒毛细胞柱状结构分为4个区带：Ⅰ区位于锚着绒毛的起始部，Ⅱ区位于细胞柱顶端，Ⅲ区位于细胞柱远端，Ⅳ区位于蜕膜、肌层内。至此，人们对CTB的正常分化浸润过程中的细胞形态学变化有了较为全面的认识。
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2.妊高征的胎盘形态学特征：妊高征胎盘滋养细胞在形态学上与正常妊娠有明显的差异：(1)绒毛表面大量合体结节增生，其内多为单个核CTB，这可能是局部缺氧性增生的结果。(2)间质滋养细胞浸润表浅，未达浅肌层1/3。Zhou等[4]观察了9例妊高征患者的胎盘床，见大量的间质滋养细胞增生，聚集在蜕膜浅层，未见有肌层浸润；而且，孕晚期还可见到明显的细胞柱状结构。Redline等[7]用免疫组化法(3种细胞表型标记、2种细胞动力学标记)进一步证实，这些增生的间质滋养细胞均为分化未成熟的CTB。(3)螺旋小动脉浸润受阻。多数妊高征患者胎盘床血管内未见血管内滋养细胞，少数病例虽然有浸润，但是均未达到子宫肌层。Starzyk等[8]对妊高征患者胎盘床血管作了定量分析，以相应孕龄的正常妊娠妇女作对照，结果妊高征胎盘血管数量明显减少,管径狭窄,管壁增厚。上述资料说明，妊高征患者CTB分化浸润受阻，不能完成对胎盘床的血管重铸。
二、滋养细胞的粘附分子表达
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CAM是一类广泛分布于细胞表面和细胞外基质的糖蛋白，以受体-配体识别方式与细胞外基质的配体结合，发挥多种生理和病理作用。根据结构和功能不同CAM可分成4大家族：整合素(integrin)家族、钙调素(cadherin)家族、选择素(selectin)家族和免疫球蛋白超家族(immunoglobulin superfamily)[1，2]。他们的生物学作用有所不同。
1.整合素：整合素是由α和β两个亚单位构成的异源双聚体。现已发现α和β亚单位均有多种异构体，相互搭配可组成十几种整合素分子。整合素的配体是ECM中的纤维结合素(fibronectin)、层粘蛋白(lamnin)、玻璃粘蛋白(vitronectin)和胶原蛋白(collagen)。整合素与其配体的结合具有一定的特异性，如α1β1的配体为胶原蛋白和层粘蛋白，α3β1为纤维结合素、胶原蛋白和层粘蛋白，α6β4为层粘蛋白，α5β1也为层粘蛋白，αvβ3为玻璃粘蛋白、纤维结合素、第Ⅷ因子(vWF)，αvβ6为纤维结合素，αvβ5为玻璃粘蛋白等[2,9，10]。
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90年代初期，就有人采用免疫组化法对早孕期(孕10周)的绒毛和胎盘床组织进行了观察，结果发现I区 CTBα6β4表达为强阳性，α3β1表达为弱阳性，未见α1β1表达；此区基底膜富含层粘蛋白和四型胶原蛋白，而纤维结合素为阴性。Ⅱ区α6β4表达仍为强阳性，同时还出现α5β1表达，α3β1和α1β1表达则呈阴性；ECM中仅见有层粘蛋白显色。Ⅲ区α5β1表达呈强阳性，而α6β4表达则减弱；ECM中主要表达纤维结合素和四型胶原蛋白。Ⅳ区中α5β1表达仍为强阳性，同时α1β1表达也呈强阳性，而α6β4表达却呈阴性；ECM中富含纤维结合素、层粘蛋白及四型胶原蛋白。对CTB进行体外培养和抗胎盘泌乳素(hPL)细胞免疫组化复染色，结果证明，细胞柱内ECM配体成分主要由CTB以自分泌方式产生，而Ⅳ区内ECM主要源于母体。上述资料可见，早孕期绒毛部位CTB主要表达α6β4整合素并与基底膜层粘蛋白结合；细胞柱内α6β4表达逐渐减弱，而α5β1则逐渐增加，ECM中的配体成分也由层粘蛋白转变为纤维结合素和四型胶原蛋白；蜕膜和肌层内间质滋养细胞主要表达α5β1和α1β1并与ECM中的母源性配体结合。这种CTB在分化浸润过程中的整合素表型转变现象，后经Aplin等学者反复证明[11，12]。
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为了进一步揭示CTB粘附表型转变的生理意义，Aplin[11]等比较了早孕期和晚孕期α6β4及其配体的表达情况，结果发现，随着妊娠的进展α6β4在绒毛CTB上的表达增强。推测α6β4和层粘蛋白的结合主要起着绒毛的粘附固定作用，而α6β4表达下降则有助于CTB的浸润过程。Bischof等[12]则对葡萄胎CTB整合素的表达情况进行了研究，发现浸润性CTBα5β1表达增强，但是不表达α6β4。说明α5β1表型和CTB浸润性有关。体外细胞培养实验表明[3，13，14]，应用抗α5、α1、β1抗体均能显著抑制CTB的迁移和浸润，而应用抗α6、β4抗体，则可促进CTB的迁移和浸润。新近，Zhou等[3]又观察了整合素αv成员的表达情况，他们发现，早孕期(孕10周)和中孕期(孕18周)细胞柱I区内CTB均能表达αvβ6和αvβ5，但在Ⅱ～Ⅳ区均呈阴性；另外，Ⅰ～Ⅱ区CTB不表达αvβ3，而Ⅲ～Ⅳ区却呈αvβ3表达强阳性；作者还进行了体外细胞培养实验，经抗αvβ3抗体封闭处理，CTB的浸润性明显降低。说明αvβ3表型的CTB具有浸润性。
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2.钙调素：钙调素是一种单链跨膜糖蛋白，通过自身配体识别粘合，介导同源细胞的粘附聚集。研究表明钙调素的表达与CTB的分化、浸润也有一定的关系。Zhou等[3]也对CTB的钙调素表达情况及其作用进行了研究，结果发现，早孕期和中孕期Ⅰ～Ⅱ区内CTB E-钙调素表达呈强阳性，Ⅲ区表达呈弱阳性，Ⅳ区表达呈阴性；晚孕期各部位CTB表达E-钙调素均呈强阳性。相反，VE-钙调素在I区表达为阴性，从Ⅱ区到Ⅳ区表达逐级增强，这种变化在早孕期尤为明显。用抗vWF抗体(内皮细胞表面标记)进行复染色观察，可见vWF阴性细胞，即血管内滋养细胞VE-钙调素表达也呈强阳性。P-钙调素在妊娠各期均无表达。作者还用SDS-PAGE电泳及Northern斑点杂交法分析了CTB的钙调素表达，结果细胞经12小时培养，E-钙调素mRNA表达水平无明显变化，而VE-钙调素mRNA表达水平明显升高。分别用抗E-钙调素和VE-钙调素抗体对CTB进行封闭处理，结果封闭E-钙调素可显著提高CTB的浸润性，而封闭VE-钙调素，则抑制CTB的浸润性。
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三、妊高征患者滋养细胞粘附分子表达的研究
对妊高征患者胎盘床的细胞形态学研究表明，妊高征患者存在CTB分化和浸润障碍，由此启发人们对妊高征患者CTB的CAM表达情况进行研究。
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1.整合素：对妊高征患者胎盘床的免疫组化研究表明，中孕期绒毛、细胞柱(I-Ⅳ区)内的CTB均呈α6β4表达强阳性；而正常对照组只在Ⅰ～Ⅱ区表达α6β4，而且其表达强度随着CTB浸润深入而减弱，至Ⅳ区完全消失，这与早孕期的表达模式相似。正常中期妊娠Ⅲ～Ⅳ区CTB α1β1表达呈强阳性，但是，妊高征患者胎盘床各部位均未见α1β1表达。然而，α5β1和α3β1的表达在两组间差异无显著性。另外，妊高征患者与正常对照组ECM配体表达在分布上也无差异。最近，Zhou等[4]又对孕中、晚期妊高征患者αv组整合素进行了研究，发现正常对照组绒毛CTB αvβ5 表达呈弱阳性，细胞柱及蜕膜肌层部位表达均为阴性；αvβ6表达仅见于Ⅱ区，而其他各区均表达呈阴性。相反，虽然妊高征患者绒毛CTB αvβ5表达同样呈弱阳性，但其他部位αvβ6表达均呈强阳性。
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2.钙调素：正常中孕期CTB表达钙调素的情况与正常早孕期相似：绒毛CTB E-钙调素表达呈强阳性，随着浸润的深入其表达逐级下降，至Ⅳ区完全消失。Ⅰ～Ⅱ区不表达VE-钙调素，Ⅲ～Ⅳ区则表达呈强阳性，血管内滋养细胞的表达明显增强。相应孕龄妊高征患者胎盘各部位E-钙调素表达均呈强阳性，而VE-钙调素表达呈阴性[4]。
3.免疫球蛋白超家族粘附分子：正常中孕期蜕膜、肌层及螺旋小动脉内CTB均表达VCAM和PECAM；而妊高征患者却未见该组粘附分子的表达[4]。
综上所述，妊高征患者CTB粘附表型转变模式存在明显的障碍，主要表现为：妊高征患者细胞柱各区CTB均有持续高水平的整合素α6β4、αvβ6和E-钙调素表达；但是缺乏αvβ3、α1β1、VE-钙调素、血管粘附分子及血小板粘附分子等的表达；从而，不能完成粘附表型的转变，即不能由上皮表型拟合形成血管内皮表型并获得浸润表型，导致CTB分化浸润受阻，不能浸润蜕膜、肌层及螺旋小动脉，使胎盘血管网络生长发育不良，造成胎盘浅着床和胎盘缺血、缺氧的妊高征特征性病理、生理改变，最终发展成为妊高征。
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机体内CTB分化浸润、构建母儿循环的过程十分复杂。CTB粘附表型转变在这一复杂的形态学改变上起着重要的作用；粘附表型转变异常可影响CTB的分化和浸润，导致妊高征等病理性妊娠，这也为妊高征胎盘浅着床和缺血、缺氧学说提供了分子生物学佐证。目前，对于CTB调节表达CAM的确切机理还不完全清楚。体外培养CTB的浸润实验模型提示，低氧张力可以通过调节CTB粘附表型，抑制CTB体外浸润能力[15]。Pijnenborg等[16]经过研究发现，妊高征患者CTB存在自身内在的缺陷，使之不能表达以玻璃粘蛋白和纤维结合素为配体的整合素分子。Irving等[13]则认为，调节CTB表达CAM主要是受CTB自分泌和旁分泌过程中的一些细胞生长因子影响，如表皮生长因子、胰岛素样生长因子、转化生长因子等。另外，肿瘤坏死因子-α、白细胞介素-1α、白细胞介素-1β等一些炎性细胞因子也可影响CTB表达CAM[17]。总之，CTB的分化浸润和CAM的表达调控机理十分复杂，深入研究将有助于揭示妊高征的发病机理。
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参考文献
1 Meredith JE, Winitz S, Lewis JM, et al. The regulation of growth and intracellular signaling by integrins. Endocrine Rev, 1996,17:207-220.
2 Klentzeris LD. Adhesion molecules in reproduction. Br J Obstet Gynecol, 1997,104:401-409.
3 Zhou Y, Fisher SJ, Janatpour M, et al. Human cytotrphoblasts adopt a vascular phenotype as they differentiate: a strategy for successful endovascular invasion? J Clin Invest, 1997,99:2139-2151.
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4 Zhou Y, Damsky CH, Fisher SJ, et al. Preeclampsia is associated with failure of human cytophoblasts to mimic a vascular adhesion phenotype: one cause of defective endovascular invasion in this syndrome. J Clin Invest, 1997,99:2152-2164.
5 Shih VN, Kurman RJ. Expression of melanoma cell adhesion molecules in intermediate trophoblast. Lab Invest, 1996,75:377-388.
6 Blankship TN, King BF. Macaque intra-arterial trophoblast and extravillous trophoblast of the cell columns and cytotrophoblastic shell express neural cell adhesion molecule (NCAM). Anato Rec, 1996,245:525-531.
, http://www.100md.com
7 Redline RW, Patterson P. Pre-eclampsia is associated with an excess of proliferative immature intermediate trophoblast. Hum Pathol, 1995,26:594-600.
8 Starzyk KA, Salafia CM, Pezzullo JC, et al. Quantitatiive differences in arterial morphometry define the placental bed in preeclampsia. Hum Pathol, 1997,28:353-358.
9 Damsky CH, Sutherland A, Fisher SJ. Extracellular matrix 5: adhesive interactions in early mammalian embryogenesis, implantation, and placentation. FASEB J, 1993,7:1320-1329.
, http://www.100md.com
10 Sueoka K, Kuji N, Shiokawa S, et al. Integrins and reproductive physiology: expression and modulation in fertilization, embryogenesis, and implantation. Fertil Steril, 1997,67:799-811.
11 Aplin JD. Expression of integrin α6β4 in human trophoblast and its loss from extravillous cells. Placenta， 1993,14:203-215.
12 Bischof P, Redard M, Gindre P, et al. Localization of alpha 2, alpha 5 and alpha 6 integrins in human endometrium, decidua and trophoblast. European J Obstet Gynecol Reprod Biol, 1993,51:217-226.
, http://www.100md.com
13 Irving JA, Lala PK. Fuctional role of cell surface integrins on human trophoblast cell migration: regulation by TGT-β、IGF-Ⅱ and IGFBP-I. Exp Cell Res, 1995,217:419-427.
14 Shiokawa S, Yoshimura Y, Nagamatsu S, et al. Function of β1 integrins on human decidual cells during implantation. Biol Reprod, 1996,54:745-752.
15 Genbacev O, Joslin R, Damsky CH, et al. Hypoxia alters early gestation human cytotrophoblast differentiation/invasion in vitro and models the placental defects that occur in preeclampsia. J Clin Invest, 1996,97:540-550.
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16 Pijnenborg R, Luyten C, Vercruysse L, et al. A hachment and differentiation in vitro of trophoblast from normal and preeclampsia human placentas. Am J Obstet Gynecol, 1996,175:30-36.
17 Crosskinsky CM, Yowell CW, Sun JH, et al. Modulation of integrin expression in endometrial stromal cells in vitro. Clin Endocrine Metabol, 1996,81:2047-2054.
(收稿：1998-05-28 修回：1999-01-07), 百拇医药