杨艾，鲁卫东

    外泌体是由脂质双分子层包裹，与细胞膜融合后释放到细胞外基质中的多囊体小腔内，直径为 30 ～ 100 nm[1]、密度为 1.13 ～ 1.21 g/ml[2]的囊泡。外泌体通过在体内游走，与受体细胞结合，进而实现细胞交流、调控近端和远端细胞微环境等作用，内含 mRNA、DNA、蛋白质等物质[3]。外泌体来源广泛，主要从体内(血液、唾液等体液)和体外(细胞培养)分离提取[4]。但外泌体具有内在的异质性，到目前为止，在内容和大小方面还不可能产生完全同质的外泌体群体[5]，这给外泌体的提取带来了巨大困难。

    目前的大多数分离技术无法将外泌体与具有相似生物物理特性的脂蛋白和非内泌体途径衍生的细胞外囊泡完全分离，导致外泌体纯度低。因此，如何有效地收集外泌体是当下一个主要问题，这对外泌体的下游分析至关重要。对于不同的目的和应用，可选择不同的分离方法，现阶段主要采用超高速离心法、密度梯度离心法、聚合物沉淀法、超滤法等方法分离提取外泌体[6]。超高速离心法是目前应用最广泛的分离技术，也是外泌体提取和分离的金标准。Johnstone等[7]首次应用该方法分离网织红细胞组织培养基中的外泌体，Théry 等[8]进行了优化，但由于耗时、成本高，容易对外泌体的结构造成损伤，外泌体易聚集成块，不利于下游分析[9]，并且超高速离心法获得的沉淀中除含有外泌体外，还混有其他蛋白质和囊泡[10]。密度梯度离心法通常与超速离心结合使用以提高外泌体的纯度，主要有两种方法，其中一种是使用蔗糖作为培养基，在研究中广泛使用，但蔗糖溶液的高黏度会降低外泌体的沉积速率，导致分离时间更长[11]。聚合物沉淀的方法通常使用聚乙二醇(PEG)作为介质，PEG是通过将环氧乙烷与水或乙二醇添加而形成的，通过降低外泌体的溶解度，在离心条件下获得外泌体。聚合物沉淀法相对容易操作，分析时间短，适用于处理大剂量样品。然而，利用此方法获取的外泌体纯度和回收率相对较低，并且产生的聚合物很难去除，不利于后续的功能实验分析[6]。超滤方法通常使用具有不同分子量截止值(MWCO)的超滤膜来选择性地分离样品。然而，外泌体和超滤膜存在非特异性结合的问题，从而降低了回收率[12]。这些方法缺乏特异性，使得外泌体的分离和纯化并不理想。

    外泌体缺乏安全稳定的来源也是产量低下的一个主要原因。外泌体主要是从体外的细胞培养基(如肿瘤细胞培养基、免疫细胞培养基、干细胞培养基)中分离得到的。体外细胞培养基中的外泌体含量非常有限，不利于规模化生产，限制了其临床应用。不同来源的外泌体有着不同的组成，即使是同一来源的外泌体对于受体细胞也会有多重功能 ......